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La mosca soldado negra (Hermetia illucens, L. 1758) es un insecto detritívoro omnívoro con un alto potencial para utilizar subproductos orgánicos ricos en carbohidratos. Entre los carbohidratos, las moscas soldado negras dependen de los azúcares solubles para su crecimiento y síntesis de lípidos. El objetivo de este estudio fue evaluar los efectos de los azúcares solubles comunes en el desarrollo, la supervivencia y el perfil de ácidos grasos de las moscas soldado negras. Complemente el alimento para pollos con monosacáridos y disacáridos por separado. Se utilizó celulosa como control. Las larvas alimentadas con glucosa, fructosa, sacarosa y maltosa crecieron más rápido que las larvas de control. Por el contrario, la lactosa tuvo un efecto antinutricional sobre las larvas, ralentizando el crecimiento y reduciendo el peso corporal final individual. Sin embargo, todos los azúcares solubles engordaron a las larvas que las alimentadas con la dieta de control. En particular, los azúcares probados moldearon el perfil de ácidos grasos. La maltosa y la sacarosa aumentaron el contenido de ácidos grasos saturados en comparación con la celulosa. Por el contrario, la lactosa aumentó la bioacumulación de ácidos grasos insaturados en la dieta. Este estudio es el primero en demostrar el efecto del azúcar soluble en la composición de ácidos grasos de las larvas de mosca soldado negra. Nuestros resultados indican que los carbohidratos probados tienen un efecto significativo sobre la composición de ácidos grasos de las larvas de mosca soldado negra y, por lo tanto, pueden determinar su aplicación final.
La demanda mundial de energía y proteínas animales sigue aumentando1. En el contexto del calentamiento global, es imperativo encontrar alternativas más ecológicas a la energía fósil y los métodos tradicionales de producción de alimentos y al mismo tiempo aumentar la producción. Los insectos son candidatos prometedores para abordar estos problemas debido a su menor composición química e impacto ambiental en comparación con la ganadería tradicional2. Entre los insectos, un excelente candidato para abordar estos problemas es la mosca soldado negra (BSF), Hermetia illucens (L. 1758), una especie detritívora capaz de alimentarse de una variedad de sustratos orgánicos3. Por lo tanto, valorizar estos sustratos mediante el mejoramiento BSF podría crear una nueva fuente de materias primas para satisfacer las necesidades de diversas industrias.
Las larvas de BSF (BSFL) pueden alimentarse de subproductos agrícolas y agroindustriales como cereales de cerveza, residuos vegetales, pulpa de fruta y pan duro, que son especialmente adecuados para el crecimiento de BSFL debido a su alto contenido en carbohidratos (CH)4,5. 6 contenidos. La producción a gran escala de BSFL da como resultado la formación de dos productos: heces, una mezcla de residuos de sustrato y heces que pueden usarse como fertilizante para el cultivo de plantas7, y larvas, que están compuestas principalmente de proteínas, lípidos y quitina. Las proteínas y los lípidos se utilizan principalmente en ganadería, biocombustibles y cosmética8,9. En cuanto a la quitina, este biopolímero encuentra aplicaciones en el sector agroalimentario, biotecnológico y sanitario10.
BSF es un insecto holometábolo autógeno, lo que significa que su metamorfosis y reproducción, particularmente las etapas del ciclo de vida del insecto que consumen energía, pueden sustentarse completamente con reservas de nutrientes generadas durante el crecimiento larvario11. Más específicamente, la síntesis de proteínas y lípidos conduce al desarrollo del cuerpo graso, un importante órgano de almacenamiento que libera energía durante las fases sin alimentación de BSF: prepupa (es decir, la etapa larvaria final durante la cual las larvas de BSF se vuelven negras mientras se alimentan y buscan para un ambiente adecuado para la metamorfosis), pupas (es decir, la etapa inmóvil durante la cual el insecto sufre una metamorfosis) y adultos12,13. El CH es la principal fuente de energía en la dieta de BSF14. Entre estos nutrientes, los CH fibrosos como la hemicelulosa, la celulosa y la lignina, a diferencia de los disacáridos y polisacáridos (como el almidón), no pueden ser digeridos por la BSFL15,16. La digestión del CH es un paso preliminar importante para la absorción de carbohidratos, que finalmente se hidrolizan a azúcares simples en el intestino16. Los azúcares simples pueden luego absorberse (es decir, a través de la membrana peritrófica intestinal) y metabolizarse para producir energía17. Como se mencionó anteriormente, las larvas almacenan el exceso de energía en forma de lípidos en el cuerpo graso12,18. Los lípidos de almacenamiento consisten en triglicéridos (lípidos neutros formados a partir de una molécula de glicerol y tres ácidos grasos) sintetizados por las larvas a partir de azúcares simples de la dieta. Estos CH proporcionan los sustratos de acetil-CoA necesarios para la biosíntesis de ácidos grasos (FA) a través de las vías de la ácido graso sintasa y la tioesterasa19. El perfil de ácidos grasos de los lípidos de H. illucens está naturalmente dominado por ácidos grasos saturados (AGS) con una alta proporción de ácido láurico (C12:0)19,20. Por lo tanto, el alto contenido de lípidos y la composición de ácidos grasos se están convirtiendo rápidamente en factores limitantes para el uso de larvas enteras en la alimentación animal, especialmente en la acuicultura, donde se necesitan ácidos grasos poliinsaturados (PUFA)21.
Desde el descubrimiento del potencial de la BSFL para reducir los residuos orgánicos, los estudios sobre el valor de diversos subproductos han demostrado que la composición de la BSFL está regulada en parte por su dieta. Actualmente, la regulación del perfil FA de H. illucens continúa mejorando. La capacidad de la BSFL para bioacumular AGPI se ha demostrado en sustratos ricos en AGPI, como algas, desechos de pescado o harinas como la linaza, lo que proporciona un perfil de AG de mayor calidad para la nutrición animal19,22,23. Por el contrario, para los subproductos que no están enriquecidos en AGPI, no siempre existe una correlación entre los perfiles de AG de la dieta y los AG de las larvas, lo que indica la influencia de otros nutrientes24,25. De hecho, el efecto del CH digerible sobre los perfiles de AF sigue siendo poco comprendido y poco investigado24,25,26,27.
Hasta donde sabemos, aunque los monosacáridos y disacáridos totales son abundantes en la dieta de H. illucens, su papel nutricional sigue siendo poco comprendido en la nutrición de H. illucens. El objetivo de este estudio fue dilucidar sus efectos sobre la nutrición y la composición de lípidos de BSFL. Evaluaremos el crecimiento, supervivencia y productividad de larvas bajo diferentes condiciones nutricionales. Luego, describiremos el contenido de lípidos y el perfil de ácidos grasos de cada dieta para resaltar los efectos del CH sobre la calidad nutricional de BSFL.
Presumimos que la naturaleza del CH probado afectaría (1) el crecimiento de las larvas, (2) los niveles de lípidos totales y (3) modularía el perfil de FA. Los monosacáridos se pueden absorber directamente, mientras que los disacáridos deben hidrolizarse. Por lo tanto, los monosacáridos están más disponibles como fuentes de energía directa o precursores para la lipogénesis a través de las vías de la FA sintasa y la tioesterasa, lo que mejora el crecimiento larvario de H. illucens y promueve la acumulación de lípidos de reserva (especialmente ácido láurico).
El CH probado afectó el peso corporal promedio de las larvas durante el crecimiento (Fig. 1). FRU, GLU, SUC y MAL aumentaron el peso corporal de las larvas de manera similar a la dieta de control (CEL). Por el contrario, LAC y GAL parecieron retrasar el desarrollo larvario. En particular, LAC tuvo un efecto negativo significativo sobre el crecimiento larvario en comparación con SUC durante todo el período de crecimiento: 9,16 ± 1,10 mg versus 15,00 ± 1,01 mg el día 3 (F6,21 = 12,77, p < 0,001; Fig. 1), 125,11 ± 4,26 mg y 211,79 ± 14,93 mg, respectivamente, el día 17 (F6,21 = 38,57, p < 0,001; figura 1).
Utilizando diferentes monosacáridos (fructosa (FRU), galactosa (GAL), glucosa (GLU)), disacáridos (lactosa (LAC), maltosa (MAL), sacarosa (SUC)) y celulosa (CEL) como controles. Crecimiento de larvas alimentadas con larvas de mosca soldado negra. Cada punto de la curva representa el peso individual medio (mg) calculado pesando 20 larvas seleccionadas al azar de una población de 100 larvas (n = 4). Las barras de error representan SD.
La dieta CEL proporcionó una excelente supervivencia larvaria de 95,5 ± 3,8%. Además, la supervivencia de H. illucens alimentados con dietas que contenían CH soluble se redujo (GLM: χ = 107,13, df = 21, p <0,001), lo que fue causado por MAL y SUC (disacáridos) en el CH estudiado. La mortalidad fue menor que la de GLU, FRU, GAL (monosacárido) y LAC (EMM: p <0,001, Figura 2).
Diagrama de caja de supervivencia de larvas de mosca soldado negra tratadas con diversos monosacáridos (fructosa, galactosa, glucosa), disacáridos (lactosa, maltosa, sacarosa) y celulosa como controles. Los tratamientos con la misma letra no son significativamente diferentes entre sí (EMM, p > 0,05).
Todas las dietas probadas permitieron que las larvas alcanzaran la etapa prepupa. Sin embargo, los CH probados tendieron a prolongar el desarrollo larval (F6,21=9,60, p<0,001; Tabla 1). En particular, las larvas alimentadas con GAL y LAC tardaron más en alcanzar la etapa prepupa en comparación con las larvas criadas en CEL (CEL-GAL: p<0,001; CEL-LAC: p<0,001; Tabla 1).
El CH probado también tuvo diferentes efectos sobre el peso corporal de las larvas, alcanzando el peso corporal de las larvas alimentadas con la dieta CEL 180,19 ± 11,35 mg (F6,21 = 16,86, p <0,001; Fig. 3). FRU, GLU, MAL y SUC dieron como resultado un peso corporal larvario final promedio de más de 200 mg, que fue significativamente mayor que el de CEL (p <0,05). Por el contrario, las larvas alimentadas con GAL y LAC tuvieron pesos corporales más bajos, con un promedio de 177,64 ± 4,23 mg y 156,30 ± 2,59 mg, respectivamente (p <0,05). Este efecto fue más pronunciado con LAC, donde el peso corporal final fue menor que con la dieta de control (CEL-LAC: diferencia = 23,89 mg; p = 0,03; Figura 3).
Peso final medio de las larvas individuales expresado como manchas larvarias (mg) y de las moscas soldado negras expresado como histograma (g) alimentadas con diferentes monosacáridos (fructosa, galactosa, glucosa), disacáridos (lactosa, maltosa, sacarosa) y celulosa (como control). Las letras en columnas representan grupos significativamente diferentes en el peso total de larvas (p <0,001). Las letras asociadas con las manchas de larvas representan grupos con pesos de larvas individuales significativamente diferentes (p <0,001). Las barras de error representan SD.
El peso máximo individual fue independiente del peso máximo final total de la colonia larvaria. De hecho, las dietas que contenían FRU, GLU, MAL y SUC no aumentaron el peso total de las larvas producidas en el tanque en comparación con CEL (Figura 3). Sin embargo, LAC disminuyó significativamente el peso total (CEL-LAC: diferencia = 9,14 g; p < 0,001; Figura 3).
La Tabla 1 muestra el rendimiento (larvas/día). Curiosamente, los rendimientos óptimos de CEL, MAL y SUC fueron similares (Tabla 1). En contraste, FRU, GAL, GLU y LAC redujeron el rendimiento en comparación con CEL (Tabla 1). GAL y LAC obtuvieron los peores resultados: el rendimiento se redujo a la mitad a sólo 0,51 ± 0,09 g larvas/día y 0,48 ± 0,06 g larvas/día, respectivamente (Tabla 1).
Los monosacáridos y disacáridos aumentaron el contenido de lípidos de las larvas de FQ (Tabla 1). Con la dieta CLE se obtuvieron larvas con un contenido de lípidos de 23,19 ± 0,70% del contenido de MS. A modo de comparación, el contenido medio de lípidos en las larvas alimentadas con azúcar soluble fue superior al 30% (Tabla 1). Sin embargo, los CH probados aumentaron su contenido de grasa en la misma medida.
Como se esperaba, los sujetos de CG afectaron el perfil de FA de las larvas en diversos grados (Fig. 4). El contenido de AGS fue alto en todas las dietas y alcanzó más del 60%. MAL y SUC desequilibraron el perfil de FA, lo que condujo a un aumento en el contenido de SFA. En el caso de MAL, por un lado, este desequilibrio condujo predominantemente a una disminución en el contenido de ácidos grasos monoinsaturados (AGMI) (F6,21 = 7,47; p < 0,001; Fig. 4). En cambio, para el SUC, la disminución fue más uniforme entre MUFA y PUFA. LAC y MAL tuvieron efectos opuestos en el espectro de FA (SFA: F6,21 = 8,74; p < 0,001; MUFA: F6,21 = 7,47; p < 0,001; PUFA: χ2 = 19,60; Df = 6; p < 0,001; Figura 4). La menor proporción de AGS en las larvas alimentadas con ALC parece aumentar el contenido de MUFA. En particular, los niveles de MUFA fueron más altos en las larvas alimentadas con LAC en comparación con otros azúcares solubles, excepto GAL (F6,21 = 7,47; p <0,001; Figura 4).
Usando diferentes monosacáridos (fructosa (FRU), galactosa (GAL), glucosa (GLU)), disacáridos (lactosa (LAC), maltosa (MAL), sacarosa (SUC)) y celulosa (CEL) como controles, diagrama de cajas de ácidos grasos. composición alimentada con larvas de mosca soldado negra. Los resultados se expresan como porcentaje de la FAME total. Los tratamientos marcados con letras diferentes son significativamente diferentes (p < 0,001). (a) Proporción de ácidos grasos saturados; (b) Ácidos grasos monoinsaturados; (c) Ácidos grasos poliinsaturados.
Entre los ácidos grasos identificados, el ácido láurico (C12:0) fue dominante en todos los espectros observados (más del 40%). Otros AGS presentes fueron el ácido palmítico (C16:0) (menos del 10%), el ácido esteárico (C18:0) (menos del 2,5%) y el ácido cáprico (C10:0) (menos del 1,5%). Los MUFA estaban representados principalmente por ácido oleico (C18:1n9) (menos del 9,5%), mientras que los PUFA estaban compuestos principalmente por ácido linoleico (C18:2n6) (menos del 13,0%) (consulte la Tabla complementaria S1). Además, no se pudo identificar una pequeña proporción de compuestos, especialmente en los espectros de larvas CEL, donde el compuesto no identificado número 9 (UND9) representó un promedio de 2,46 ± 0,52% (consulte la Tabla complementaria S1). El análisis GC × GC-FID sugirió que podría ser un ácido graso de 20 carbonos con cinco o seis dobles enlaces (consulte la Figura complementaria S5).
El análisis PERMANOVA reveló tres grupos distintos según los perfiles de ácidos grasos (F6,21 = 7,79, p <0,001; Figura 5). El análisis de componentes principales (PCA) del espectro TBC ilustra esto y se explica por dos componentes (Figura 5). Los componentes principales explicaron el 57,9% de la varianza e incluyeron, en orden de importancia, ácido láurico (C12:0), ácido oleico (C18:1n9), ácido palmítico (C16:0), ácido esteárico (C18:0) y ácido linolénico (C18: 3n3) (ver Figura S4). El segundo componente explicó el 26,3% de la varianza e incluyó, en orden de importancia, el ácido decanoico (C10:0) y el ácido linoleico (C18:2n6 cis) (ver Figura complementaria S4). Los perfiles de las dietas que contienen azúcares simples (FRU, GAL y GLU) mostraron características similares. Por el contrario, los disacáridos produjeron perfiles diferentes: MAL y SUC por un lado y LAC por el otro. En particular, MAL fue el único azúcar que cambió el perfil de FA en comparación con CEL. Además, el perfil MAL fue significativamente diferente de los perfiles FRU y GLU. En particular, el perfil MAL mostró la mayor proporción de C12:0 (54,59 ± 2,17%), haciéndolo comparable al CEL (43,10 ± 5,01%), LAC (43,35 ± 1,31%), FRU (48,90 ± 1,97%) y Perfiles de GLU (48,38 ± 2,17%) (consulte la Tabla complementaria S1). El espectro MAL también mostró el contenido más bajo de C18:1n9 (9,52 ± 0,50%), lo que lo diferenció aún más de los espectros LAC (12,86 ± 0,52%) y CEL (12,40 ± 1,31%). Se observó una tendencia similar para C16:0. En el segundo componente, el espectro LAC mostró el mayor contenido de C18:2n6 (17,22 ± 0,46%), mientras que MAL mostró el menor (12,58 ± 0,67%). C18:2n6 también diferenció a LAC del control (CEL), que mostró niveles más bajos (13,41 ± 2,48%) (consulte la Tabla complementaria S1).
Gráfico PCA del perfil de ácidos grasos de larvas de mosca soldado negra con diferentes monosacáridos (fructosa, galactosa, glucosa), disacáridos (lactosa, maltosa, sacarosa) y celulosa como control.
Para estudiar los efectos nutricionales de los azúcares solubles en las larvas de H. illucens, se reemplazó la celulosa (CEL) en el alimento para pollos con glucosa (GLU), fructosa (FRU), galactosa (GAL), maltosa (MAL), sacarosa (SUC) y lactosa (LAC). Sin embargo, los monosacáridos y disacáridos tuvieron diferentes efectos sobre el desarrollo, la supervivencia y la composición de las larvas de HF. Por ejemplo, GLU, FRU y sus formas disacáridas (MAL y SUC) ejercieron efectos de apoyo positivos sobre el crecimiento larvario, permitiéndoles alcanzar pesos corporales finales más altos que CEL. A diferencia de los CEL no digeribles, GLU, FRU y SUC pueden traspasar la barrera intestinal y servir como importantes fuentes de nutrientes en dietas formuladas16,28. MAL carece de transportadores animales específicos y se cree que se hidroliza a dos moléculas de glucosa antes de la asimilación15. Estas moléculas se almacenan en el cuerpo del insecto como fuente directa de energía o como lípidos18. En primer lugar, con respecto a esto último, algunas de las diferencias intramodales observadas pueden deberse a pequeñas diferencias en las proporciones de sexos. De hecho, en H. illucens, la reproducción puede ser completamente espontánea: las hembras adultas tienen naturalmente suficientes reservas para poner huevos y son más pesadas que los machos29. Sin embargo, la acumulación de lípidos en BSFL se correlaciona con la ingesta dietética de CH2 soluble, como se observó previamente para GLU y xilosa26,30. Por ejemplo, Li et al.30 observaron que cuando se añadió un 8% de GLU a la dieta de las larvas, el contenido de lípidos de las larvas de BSF aumentó un 7,78% en comparación con los controles. Nuestros resultados son consistentes con estas observaciones, mostrando que el contenido de grasa en las larvas alimentadas con azúcar soluble fue mayor que el de las larvas alimentadas con la dieta CEL, en comparación con un aumento del 8,57 % con la suplementación con GLU. Sorprendentemente, se observaron resultados similares en larvas alimentadas con GAL y LAC, a pesar de los efectos adversos sobre el crecimiento larvario, el peso corporal final y la supervivencia. Las larvas alimentadas con LAC eran significativamente más pequeñas que las alimentadas con la dieta CEL, pero su contenido de grasa era comparable al de las larvas alimentadas con otros azúcares solubles. Estos resultados resaltan los efectos antinutricionales de la lactosa en BSFL. En primer lugar, la dieta contiene una gran cantidad de CH. Los sistemas de absorción e hidrólisis de monosacáridos y disacáridos, respectivamente, pueden alcanzar la saturación, provocando cuellos de botella en el proceso de asimilación. En cuanto a la hidrólisis, se lleva a cabo mediante α- y β-glucosidasas 31 . Estas enzimas tienen sustratos preferidos dependiendo de su tamaño y de los enlaces químicos (enlaces α o β) entre los monosacáridos que los constituyen 15 . La hidrólisis de LAC a GLU y GAL se lleva a cabo mediante β-galactosidasa, una enzima cuya actividad ha sido demostrada en el intestino de BSF 32 . Sin embargo, su expresión puede ser insuficiente en comparación con la cantidad de LAC consumida por las larvas. Por el contrario, la α-glucosidasa maltasa y la sacarasa 15, que se sabe que se expresan abundantemente en insectos, son capaces de descomponer grandes cantidades de MAL y sacarosa SUC, limitando así este efecto saciante. En segundo lugar, los efectos antinutricionales pueden deberse a la reducción de la estimulación de la actividad de la amilasa intestinal de los insectos y a la desaceleración del comportamiento alimentario en comparación con otros tratamientos. De hecho, los azúcares solubles han sido identificados como estimuladores de la actividad enzimática importante para la digestión de los insectos, como la amilasa, y como desencadenantes de la respuesta alimentaria33,34,35. El grado de estimulación varía según la estructura molecular del azúcar. De hecho, los disacáridos requieren hidrólisis antes de la absorción y tienden a estimular la amilasa más que sus monosacáridos constituyentes34. Por el contrario, LAC tiene un efecto más leve y se ha descubierto que es incapaz de favorecer el crecimiento de insectos en varias especies33,35. Por ejemplo, en la plaga Spodoptera exigua (Boddie 1850), no se detectó actividad hidrolítica de LAC en extractos de enzimas del intestino medio de oruga36.
Con respecto al espectro de FA, nuestros resultados indican efectos moduladores significativos del CH probado. En particular, aunque el ácido láurico (C12:0) representó menos del 1% del total de AG en la dieta, dominó en todos los perfiles (consulte la Tabla complementaria S1). Esto es consistente con datos previos de que el ácido láurico se sintetiza a partir de CH de la dieta en H. illucens a través de una vía que involucra la acetil-CoA carboxilasa y la FA sintasa19,27,37. Nuestros resultados confirman que el CEL es en gran medida indigerible y actúa como un "agente de volumen" en las dietas de control BSF, como se analiza en varios estudios BSFL38,39,40. Reemplazar CEL con monosacáridos y disacáridos distintos de LAC aumentó la proporción C12:0, lo que indica una mayor absorción de CH por las larvas. Curiosamente, los disacáridos MAL y SUC promueven la síntesis de ácido láurico de manera más eficiente que sus monosacáridos constituyentes, lo que sugiere que a pesar del mayor grado de polimerización de GLU y FRU, y dado que Drosophila es el único transportador de sacarosa que se ha identificado en especies de proteínas animales, los transportadores de disacáridos puede no estar presente en el intestino de las larvas de H. illucens15, la utilización de GLU y FRU aumenta. Sin embargo, aunque en teoría GLU y FRU son metabolizados más fácilmente por BSF, también son metabolizados más fácilmente por sustratos y microorganismos intestinales, lo que puede resultar en su degradación más rápida y menor utilización por parte de las larvas en comparación con los disacáridos.
A primera vista, el contenido de lípidos de las larvas alimentadas con LAC y MAL era comparable, lo que indica una biodisponibilidad similar de estos azúcares. Sin embargo, sorprendentemente, el perfil de AG de LAC fue más rico en AGS, especialmente con un menor contenido de C12:0, en comparación con MAL. Una hipótesis para explicar esta diferencia es que el LAC puede estimular la bioacumulación de AG en la dieta a través de la acetil-CoA FA sintasa. En apoyo de esta hipótesis, las larvas de LAC tuvieron la proporción de decanoato (C10:0) más baja (0,77 ± 0,13 %) que la dieta CEL (1,27 ± 0,16 %), lo que indica una reducción de las actividades de FA sintasa y tioesterasa19. En segundo lugar, se considera que los ácidos grasos de la dieta son el principal factor que influye en la composición de AGS de H. illucens27. En nuestros experimentos, el ácido linoleico (C18:2n6) representó el 54,81% de los ácidos grasos de la dieta, siendo la proporción en las larvas de LAC de 17,22 ± 0,46% y en MAL de 12,58 ± 0,67%. El ácido oleico (cis + trans C18:1n9) (23,22% en la dieta) mostró una tendencia similar. La proporción de ácido α-linolénico (C18:3n3) también respalda la hipótesis de la bioacumulación. Se sabe que este ácido graso se acumula en BSFL tras el enriquecimiento del sustrato, como la adición de torta de linaza, hasta un 6-9% del total de ácidos grasos en las larvas19. En dietas enriquecidas, C18:3n3 puede representar hasta el 35% del total de ácidos grasos de la dieta. Sin embargo, en nuestro estudio, C18:3n3 representó sólo el 2,51% del perfil de ácidos grasos. Aunque la proporción encontrada en la naturaleza fue menor en nuestras larvas, esta proporción fue mayor en las larvas de LAC (0,87 ± 0,02%) que en MAL (0,49 ± 0,04%) (p <0,001; consulte la Tabla complementaria S1). La dieta CEL tuvo una proporción intermedia de 0,72 ± 0,18%. Finalmente, la proporción de ácido palmítico (C16:0) en larvas de FQ refleja la contribución de las vías sintéticas y los FA19 de la dieta. Hoc et al. 19 observaron que la síntesis de C16:0 se reducía cuando la dieta se enriquecía con harina de linaza, lo que se atribuía a una disminución en la disponibilidad del sustrato acetil-CoA debido a una disminución en la relación CH. Sorprendentemente, aunque ambas dietas tenían un contenido de CH similar y MAL mostró una mayor biodisponibilidad, las larvas de MAL mostraron la proporción C16:0 más baja (10,46 ± 0,77%), mientras que LAC mostró una proporción mayor, representando 12,85 ± 0,27% (p < 0,05; ver Tabla complementaria S1). Estos resultados resaltan la compleja influencia de los nutrientes en la digestión y el metabolismo de BSFL. Actualmente, las investigaciones sobre este tema son más exhaustivas en Lepidoptera que en Diptera. En las orugas, el LAC se identificó como un estimulante débil del comportamiento alimentario en comparación con otros azúcares solubles como el SUC y el FRU34,35. En particular, en Spodopteralittoralis (Boisduval 1833), el consumo de MAL estimuló la actividad amilolítica en el intestino en mayor medida que LAC34. Efectos similares en BSFL pueden explicar la mayor estimulación de la vía sintética C12:0 en las larvas MAL, que se asocia con un aumento de CH absorbido intestinalmente, alimentación prolongada y acción de la amilasa intestinal. Una menor estimulación del ritmo de alimentación en presencia de LAC también puede explicar el crecimiento más lento de las larvas de LAC. Además, Liu Yanxia et al. 27 observaron que la vida útil de los lípidos en los sustratos de H. illucens era más larga que la del CH. Por lo tanto, las larvas de LAC pueden depender más de los lípidos de la dieta para completar su desarrollo, lo que puede aumentar su contenido final de lípidos y modular su perfil de ácidos grasos.
Hasta donde sabemos, sólo unos pocos estudios han probado los efectos de la adición de monosacáridos y disacáridos a las dietas BSF en sus perfiles de FA. En primer lugar, Li et al. 30 evaluaron los efectos del GLU y la xilosa y observaron niveles de lípidos similares a los nuestros con una tasa de adición del 8%. El perfil de AG no fue detallado y estuvo compuesto principalmente por AGS, pero no se encontraron diferencias entre ambos azúcares ni cuando se presentaron simultáneamente30. Además, Cohn et al. 41 no mostraron ningún efecto de la adición de 20% de GLU, SUC, FRU y GAL al alimento para pollos en los respectivos perfiles de FA. Estos espectros se obtuvieron a partir de réplicas técnicas y no biológicas, lo que, según explican los autores, puede limitar el análisis estadístico. Además, la falta de control de isoazúcares (mediante CEL) limita la interpretación de los resultados. Recientemente, dos estudios de Nugroho RA et al. demostraron anomalías en los espectros de FA42,43. En el primer estudio, Nugroho RA et al. 43 probaron el efecto de agregar FRU a la harina de palmiste fermentada. El perfil de FA de las larvas resultantes mostró niveles anormalmente altos de PUFA, más del 90% de los cuales se derivaron de la dieta que contenía un 10% de FRU (similar a nuestro estudio). Aunque esta dieta contenía pellets de pescado ricos en AGPI, los valores del perfil de AG informados de las larvas en la dieta de control que consistía en PCM 100% fermentado no eran consistentes con ningún perfil reportado previamente, en particular el nivel anormal de C18:3n3 de 17,77. ± 1,67% y 26,08 ± 0,20% para el ácido linoleico conjugado (C18:2n6t), un isómero raro del ácido linoleico. El segundo estudio mostró resultados similares que incluyeron FRU, GLU, MAL y SUC42 en harina de palmiste fermentada. Estos estudios, como el nuestro, resaltan serias dificultades al comparar los resultados de los ensayos de dietas para larvas de BSF, como las opciones de control, las interacciones con otras fuentes de nutrientes y los métodos de análisis de AG.
Durante los experimentos observamos que el color y olor del sustrato variaba dependiendo de la dieta utilizada. Esto sugiere que los microorganismos pueden desempeñar un papel en los resultados observados en el sustrato y el sistema digestivo de las larvas. De hecho, los monosacáridos y disacáridos son fácilmente metabolizados por microorganismos colonizadores. El rápido consumo de azúcares solubles por parte de los microorganismos puede dar lugar a la liberación de grandes cantidades de productos metabólicos microbianos como etanol, ácido láctico, ácidos grasos de cadena corta (por ejemplo, ácido acético, ácido propiónico, ácido butírico) y dióxido de carbono44. Algunos de estos compuestos pueden ser responsables de los efectos tóxicos letales en las larvas también observados por Cohn et al.41 en condiciones de desarrollo similares. Por ejemplo, el etanol es perjudicial para los insectos45. Grandes cantidades de emisiones de dióxido de carbono pueden provocar su acumulación en el fondo del tanque, lo que puede privar a la atmósfera de oxígeno si la circulación del aire no permite su liberación. Con respecto a los SCFA, sus efectos sobre los insectos, especialmente H. illucens, siguen siendo poco conocidos, aunque se ha demostrado que el ácido láctico, el ácido propiónico y el ácido butírico son letales en Callosobruchus maculatus (Fabricius 1775)46. En Drosophila melanogaster Meigen 1830, estos AGCC son marcadores olfativos que guían a las hembras hacia los sitios de oviposición, lo que sugiere un papel beneficioso en el desarrollo larvario47. Sin embargo, el ácido acético está clasificado como una sustancia peligrosa y puede inhibir significativamente el desarrollo larvario47. Por el contrario, recientemente se ha descubierto que el lactato derivado de microbios tiene un efecto protector contra los microbios intestinales invasivos en Drosophila48. Además, los microorganismos del sistema digestivo también desempeñan un papel en la digestión del CH en los insectos49. En los vertebrados se han descrito efectos fisiológicos de los SCFA sobre la microbiota intestinal, como la tasa de alimentación y la expresión genética 50 . También pueden tener un efecto trófico sobre las larvas de H. illucens y contribuir en parte a la regulación de los perfiles de FA. Los estudios sobre los efectos nutricionales de estos productos de fermentación microbiana aclararán sus efectos sobre la nutrición de H. illucens y proporcionarán una base para futuros estudios sobre microorganismos beneficiosos o perjudiciales en términos de su desarrollo y el valor de los sustratos ricos en AG. En este sentido, se estudia cada vez más el papel de los microorganismos en los procesos digestivos de los insectos cultivados en masa. Los insectos comienzan a ser vistos como biorreactores, proporcionando condiciones de pH y oxigenación que facilitan el desarrollo de microorganismos especializados en la degradación o detoxificación de nutrientes difíciles de digerir para los insectos 51 . Recientemente, Xiang et al.52 demostraron que, por ejemplo, la inoculación de residuos orgánicos con una mezcla bacteriana permite a la FC atraer bacterias especializadas en la degradación de la lignocelulosa, mejorando su degradación en el sustrato en comparación con sustratos sin larvas.
Finalmente, con respecto al uso beneficioso de los residuos orgánicos por parte de H. illucens, las dietas CEL y SUC produjeron el mayor número de larvas por día. Esto significa que a pesar del menor peso final de los individuos individuales, el peso total de las larvas producido en un sustrato que consiste en CH no digerible es comparable al obtenido en una dieta de homosacáridos que contiene monosacáridos y disacáridos. En nuestro estudio, es importante señalar que los niveles de otros nutrientes son suficientes para sustentar el crecimiento de la población larvaria y que la adición de CEL debe ser limitada. Sin embargo, la composición final de las larvas difiere, destacando la importancia de elegir la estrategia correcta para valorizar los insectos. Las larvas de CEL alimentadas con pienso integral son más adecuadas para su uso como alimento animal debido a su menor contenido de grasa y niveles más bajos de ácido láurico, mientras que las larvas alimentadas con dietas SUC o MAL requieren desgrasado mediante prensado para aumentar el valor del aceite, especialmente en el biocombustible. sector. El ALC se encuentra en subproductos de la industria láctea, como el suero de la producción de queso. Recientemente, su uso (3,5% de lactosa) mejoró el peso corporal final de las larvas53. Sin embargo, la dieta de control en este estudio contenía la mitad del contenido de lípidos. Por lo tanto, los efectos antinutricionales de LAC pueden haber sido contrarrestados por la bioacumulación larvaria de lípidos en la dieta.
Como lo demuestran estudios previos, las propiedades de los monosacáridos y disacáridos afectan significativamente el crecimiento de BSFL y modulan su perfil de FA. En particular, LAC parece desempeñar un papel antinutricional durante el desarrollo larvario al limitar la disponibilidad de CH para la absorción de lípidos en la dieta, promoviendo así la bioacumulación de UFA. En este contexto, sería interesante realizar bioensayos utilizando dietas que combinen PUFA y LAC. Además, el papel de los microorganismos, especialmente el papel de los metabolitos microbianos (como los SCFA) derivados de los procesos de fermentación del azúcar, sigue siendo un tema de investigación digno de investigación.
Los insectos se obtuvieron de la colonia BSF del Laboratorio de Entomología Funcional y Evolutiva establecido en 2017 en Agro-Bio Tech, Gembloux, Bélgica (para más detalles sobre los métodos de cría, consulte Hoc et al. 19). Para las pruebas experimentales, se recolectaron aleatoriamente 2,0 g de huevos de BSF diariamente de jaulas de cría y se incubaron en 2,0 kg de alimento húmedo para pollos al 70% (Aveve, Lovaina, Bélgica). Cinco días después de la eclosión, las larvas se separaron del sustrato y se contaron manualmente con fines experimentales. Se midió el peso inicial de cada lote. El peso individual promedio fue de 7,125 ± 0,41 mg y el promedio para cada tratamiento se muestra en la Tabla complementaria S2.
La formulación de la dieta fue adaptada del estudio de Barragán-Fonseca et al. 38 . Brevemente, se encontró un compromiso entre la misma calidad del alimento para las larvas de pollos, un contenido similar de materia seca (MS), un alto contenido de CH (10 % basado en la dieta fresca) y textura, ya que los azúcares simples y los disacáridos no tienen propiedades de textura. Según la información del fabricante (Chicken Feed, AVEVE, Lovaina, Bélgica), el CH probado (es decir, azúcar soluble) se añadió por separado como una solución acuosa esterilizada en autoclave (15,9 %) a una dieta que constaba de 16,0 % de proteínas, 5,0 % de lípidos totales, 11,9% de pienso molido para pollos compuesto por cenizas y 4,8% de fibra. En cada frasco de 750 ml (17,20 × 11,50 × 6,00 cm, AVA, Tempsee, Bélgica), se mezclaron 101,9 g de solución de CH esterilizada en autoclave con 37,8 g de alimento para pollos. Para cada dieta, el contenido de materia seca fue de 37,0%, incluyendo proteína homogénea (11,7%), lípidos homogéneos (3,7%) y azúcares homogéneos (26,9% de CH añadido). Los HC analizados fueron glucosa (GLU), fructosa (FRU), galactosa (GAL), maltosa (MAL), sacarosa (SUC) y lactosa (LAC). La dieta de control consistió en celulosa (CEL), que se considera no digerible para las larvas de H. illucens 38 . Se colocaron cien larvas de 5 días de edad en una bandeja provista de una tapa con un orificio de 1 cm de diámetro en el medio y cubierta con un mosquitero de plástico. Cada dieta se repitió cuatro veces.
Los pesos de las larvas se midieron tres días después del inicio del experimento. Para cada medición, se retiraron 20 larvas del sustrato utilizando agua tibia estéril y fórceps, se secaron y se pesaron (STX223, Ohaus Scout, Parsippany, EE. UU.). Después del pesaje, las larvas se devolvieron al centro del sustrato. Las mediciones se tomaron regularmente tres veces por semana hasta que emergió la primera prepupa. En este punto, recoja, cuente y pese todas las larvas como se describió anteriormente. Separe las larvas en etapa 6 (es decir, las larvas blancas correspondientes a la etapa larvaria que precede a la etapa prepupa) y las prepupas (es decir, la última etapa larvaria durante la cual las larvas BSF se vuelven negras, dejan de alimentarse y buscan un ambiente adecuado para la metamorfosis) y almacenan en - 18°C para análisis composicional. El rendimiento se calculó como la relación entre la masa total de insectos (larvas y prepupas de la etapa 6) obtenida por plato (g) y el tiempo de desarrollo (d). Todos los valores medios en el texto se expresan como: media ± DE.
Todos los pasos posteriores que utilizaron disolventes (hexano (Hex), cloroformo (CHCl3), metanol (MeOH)) se realizaron bajo una campana extractora y requirieron el uso de guantes de nitrilo, delantales y gafas de seguridad.
Las larvas blancas se secaron en un liofilizador FreeZone6 (Labconco Corp., Kansas City, MO, EE. UU.) durante 72 h y luego se molieron (IKA A10, Staufen, Alemania). Los lípidos totales se extrajeron de ±1 g de polvo utilizando el método Folch 54. El contenido de humedad residual de cada muestra liofilizada se determinó por duplicado utilizando un analizador de humedad (MA 150, Sartorius, Göttiggen, Alemania) para corregir los lípidos totales.
Los lípidos totales se transesterificaron en condiciones ácidas para obtener ésteres metílicos de ácidos grasos. Brevemente, se evaporaron aproximadamente 10 mg de lípidos/100 µl de solución de CHCl3 (100 µl) con nitrógeno en un tubo Pyrex© de 8 ml (SciLabware – DWK Life Sciences, Londres, Reino Unido). El tubo se colocó en Hex (0,5 ml) (PESTINORM®SUPRATRACE n-Hexane > 95 % para análisis de trazas orgánicas, VWR Chemicals, Radnor, PA, EE. UU.) y solución de Hex/MeOH/BF3 (20/25/55) (0,5 ml). ml) en baño maría a 70 °C durante 90 min. Después de enfriar, se añadieron una solución acuosa de H2SO4 al 10 % (0,2 ml) y una solución saturada de NaCl (0,5 ml). Mezcle el tubo y llene la mezcla con Hex limpio (8,0 ml). Una porción de la fase superior se transfirió a un vial y se analizó mediante cromatografía de gases con un detector de ionización de llama (GC-FID). Las muestras se analizaron utilizando un Trace GC Ultra (Thermo Scientific, Waltham, MA, EE. UU.) equipado con un inyector dividido/sin división (240 °C) en modo dividido (flujo dividido: 10 ml/min), una columna Stabilwax®-DA ( 30 m, 0,25 mm de diámetro interior, 0,25 μm, Restek Corp., Bellefonte, PA, EE. UU.) y un FID (250 °C). El programa de temperatura se fijó de la siguiente manera: 50 °C por 1 min, aumentando a 150 °C a 30 °C/min, aumentando a 240 °C a 4 °C/min y continuando a 240 °C por 5 min. Se usó Hex como blanco y se usó un estándar de referencia que contenía 37 ésteres metílicos de ácidos grasos (Supelco 37-component FAMEmix, Sigma-Aldrich, Overijse, Bélgica) para la identificación. La identificación de ácidos grasos insaturados (UFA) se confirmó mediante GC bidimensional integral (GC×GC-FID) y la presencia de isómeros se determinó con precisión mediante una ligera adaptación del método de Ferrara et al. 55. Los detalles del instrumento se pueden encontrar en la Tabla complementaria S3 y los resultados en la Figura complementaria S5.
Los datos se presentan en formato de hoja de cálculo Excel (Microsoft Corporation, Redmond, WA, EE. UU.). El análisis estadístico se realizó utilizando R Studio (versión 2023.12.1+402, Boston, EE. UU.) 56. Los datos sobre el peso de las larvas, el tiempo de desarrollo y la productividad se estimaron utilizando el modelo lineal (LM) (comando “lm”, paquete R “stats” 56) ya que se ajustan a una distribución gaussiana. Las tasas de supervivencia mediante el análisis del modelo binomial se estimaron utilizando el modelo lineal general (GLM) (comando “glm”, paquete R “lme4” 57). La normalidad y la homocedasticidad se confirmaron mediante la prueba de Shapiro (comando “shapiro.test”, paquete R “stats” 56) y análisis de varianza de datos (comando betadisper, paquete R “vegan” 58). Después del análisis por pares de valores de p significativos (p <0,05) de la prueba LM o GLM, se detectaron diferencias significativas entre grupos utilizando la prueba EMM (comando “emmeans”, paquete R “emmeans” 59).
Los espectros completos de FA se compararon mediante un análisis de varianza de permutación multivariado (es decir, permMANOVA; comando “adonis2”, paquete R “vegano” 58) utilizando la matriz de distancia euclidiana y 999 permutaciones. Esto ayuda a identificar los ácidos grasos que están influenciados por la naturaleza de los carbohidratos de la dieta. Las diferencias significativas en los perfiles de FA se analizaron más a fondo mediante comparaciones por pares. Luego, los datos se visualizaron utilizando el análisis de componentes principales (PCA) (comando “PCA”, paquete R “FactoMineR” 60). El AF responsable de estas diferencias se identificó mediante la interpretación de los círculos de correlación. Estos candidatos se confirmaron mediante un análisis de varianza unidireccional (ANOVA) (comando “aov”, paquete R “stats” 56) seguido de la prueba post hoc de Tukey (comando TukeyHSD, paquete R “stats” 56). Antes del análisis, se evaluó la normalidad mediante la prueba de Shapiro-Wilk, la homocedasticidad se comprobó mediante la prueba de Bartlett (comando “bartlett.test”, paquete R “stats” 56) y se utilizó un método no paramétrico si no se cumplía ninguno de los dos supuestos. . Se compararon los análisis (comando “kruskal.test”, paquete R “stats” 56) y luego se aplicaron las pruebas post hoc de Dunn (comando dunn.test, paquete R “dunn.test” 56).
La versión final del manuscrito fue revisada utilizando Grammarly Editor como corrector de inglés (Grammarly Inc., San Francisco, California, EE. UU.) 61 .
Los conjuntos de datos generados y analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.
Kim, SW y col. Satisfacer la demanda mundial de proteínas alimentarias: desafíos, oportunidades y estrategias. Annals of Animal Biosciences 7, 221–243 (2019).
Caparrós Megido, R., et al. Examen del estado y perspectivas de la producción mundial de insectos comestibles. Entomol. Génesis 44, (2024).
Rehman, K. ur, et al. La mosca soldado negra (Hermetia illucens) como herramienta potencialmente innovadora y ecológica para la gestión de residuos orgánicos: una breve reseña. Investigación sobre gestión de residuos 41, 81–97 (2023).
Skala, A., et al. El sustrato de cría influye en el crecimiento y el estado de macronutrientes de las larvas de mosca soldado negra producidas industrialmente. Ciencia. Rep. 10, 19448 (2020).
Shu, MK y col. Propiedades antimicrobianas de extractos oleosos de larvas de mosca soldado negra criadas en pan rallado. Ciencia de los alimentos animales, 64, (2024).
Schmitt, E. y de Vries, W. (2020). Beneficios potenciales del uso de estiércol de mosca soldado negra como enmienda del suelo para la producción de alimentos y reducción del impacto ambiental. Opinión actual. Sostenimiento verde. 25, 100335 (2020).
Franco A. et al. Lípidos de la mosca soldado negra: una fuente innovadora y sostenible. Desarrollo sostenible, vol. 13, (2021).
Van Huis, A. Los insectos como alimento y pienso, un campo emergente en la agricultura: una revisión. J. Alimentación de insectos 6, 27–44 (2020).
Kachor, M., Bulak, P., Prots-Petrikha, K., Kirichenko-Babko, M. y Beganovsky, A. Varios usos de la mosca soldado negra en la industria y la agricultura: una revisión. Biología 12, (2023).
Hock, B., Noel, G., Carpentier, J., Francis, F. y Caparros Megido, R. Optimización de la propagación artificial de Hermetia illucens. MÁS UNO 14, (2019).
Hora de publicación: 25 de diciembre de 2024