Merci d'avoir visité Nature.com. La version du navigateur que vous utilisez a une prise en charge CSS limitée. Pour de meilleurs résultats, nous vous recommandons d'utiliser un navigateur plus récent (ou de désactiver le mode de compatibilité dans Internet Explorer). En attendant, pour garantir un support continu, nous afficherons le site sans styles ni JavaScript.
La mouche soldat noire (Hermetia illucens, L. 1758) est un insecte détritivore omnivore doté d'un fort potentiel d'utilisation de sous-produits organiques riches en glucides. Parmi les glucides, les mouches soldats noires dépendent des sucres solubles pour leur croissance et la synthèse des lipides. Le but de cette étude était d'évaluer les effets des sucres solubles courants sur le développement, la survie et le profil en acides gras des mouches soldats noires. Complétez les aliments pour poulets avec des monosaccharides et des disaccharides séparément. La cellulose a été utilisée comme témoin. Les larves nourries avec du glucose, du fructose, du saccharose et du maltose ont grandi plus rapidement que les larves témoins. En revanche, le lactose avait un effet antinutritionnel sur les larves, ralentissant la croissance et réduisant le poids corporel final de l’individu. Cependant, tous les sucres solubles faisaient grossir les larves que celles nourries avec le régime témoin. Notamment, les sucres testés ont façonné le profil des acides gras. Le maltose et le saccharose augmentent la teneur en acides gras saturés par rapport à la cellulose. En revanche, le lactose augmente la bioaccumulation des acides gras insaturés alimentaires. Cette étude est la première à démontrer l’effet du sucre soluble sur la composition en acides gras des larves de mouches soldats noires. Nos résultats indiquent que les glucides testés ont un effet significatif sur la composition en acides gras des larves de mouches soldats noires et peuvent donc déterminer leur application finale.
La demande mondiale en énergie et en protéines animales continue d’augmenter1. Dans le contexte du réchauffement climatique, il est impératif de trouver des alternatives plus vertes aux énergies fossiles et aux méthodes traditionnelles de production alimentaire tout en augmentant la production. Les insectes sont des candidats prometteurs pour résoudre ces problèmes en raison de leur composition chimique et de leur impact environnemental inférieurs à ceux de l’élevage traditionnel2. Parmi les insectes, un excellent candidat pour répondre à ces problématiques est la mouche soldat noire (BSF), Hermetia illucens (L. 1758), une espèce détritivore capable de se nourrir de divers substrats organiques3. Ainsi, la valorisation de ces substrats grâce à la sélection BSF pourrait créer une nouvelle source de matières premières pour répondre aux besoins de diverses industries.
Les larves de BSF (BSFL) peuvent se nourrir de sous-produits agricoles et agro-industriels tels que les drêches de brasserie, les résidus végétaux, la pulpe de fruits et le pain rassis, qui sont particulièrement adaptés à la croissance des BSFL en raison de leur richesse en glucides (CH)4,5, 6 contenu. La production à grande échelle de BSFL entraîne la formation de deux produits : les matières fécales, un mélange de résidus de substrat et de matières fécales pouvant être utilisées comme engrais pour la culture des plantes7, et les larves, composées principalement de protéines, de lipides et de chitine. Les protéines et les lipides sont principalement utilisés dans l’élevage, les biocarburants et les cosmétiques8,9. Quant à la chitine, ce biopolymère trouve des applications dans le secteur agroalimentaire, les biotechnologies et la santé10.
Le BSF est un insecte holométabolique autogène, ce qui signifie que sa métamorphose et sa reproduction, en particulier les étapes consommatrices d'énergie du cycle de vie de l'insecte, peuvent être entièrement soutenues par les réserves de nutriments générées lors de la croissance larvaire11. Plus précisément, la synthèse des protéines et des lipides conduit au développement du corps adipeux, un organe de stockage important qui libère de l'énergie pendant les phases de non-alimentation du BSF : la prépupe (c'est-à-dire le dernier stade larvaire au cours duquel les larves du BSF deviennent noires en se nourrissant et en cherchant). pour un environnement propice à la métamorphose), les pupes (c'est-à-dire le stade immobile au cours duquel l'insecte subit la métamorphose) et les adultes12,13. Le CH est la principale source d’énergie du régime alimentaire du BSF14. Parmi ces nutriments, le CH fibreux comme l’hémicellulose, la cellulose et la lignine, contrairement aux disaccharides et polysaccharides (comme l’amidon), ne peut pas être digéré par le BSFL15,16. La digestion du CH est une étape préliminaire importante à l’absorption des glucides, qui sont finalement hydrolysés en sucres simples dans l’intestin16. Les sucres simples peuvent ensuite être absorbés (c'est-à-dire à travers la membrane péritrophique intestinale) et métabolisés pour produire de l'énergie17. Comme mentionné ci-dessus, les larves stockent l’excès d’énergie sous forme de lipides dans le corps adipeux12,18. Les lipides de stockage sont constitués de triglycérides (lipides neutres formés d'une molécule de glycérol et de trois acides gras) synthétisés par les larves à partir de sucres simples alimentaires. Ces CH fournissent les substrats acétyl-CoA nécessaires à la biosynthèse des acides gras (AF) via les voies de la synthase des acides gras et de la thioestérase . Le profil en acides gras des lipides de H. illucens est naturellement dominé par les acides gras saturés (AGS) avec une forte proportion d'acide laurique (C12:0)19,20. Par conséquent, la teneur élevée en lipides et la composition en acides gras deviennent rapidement des facteurs limitants pour l’utilisation de larves entières dans l’alimentation animale, en particulier en aquaculture où les acides gras polyinsaturés (AGPI) sont nécessaires21.
Depuis la découverte du potentiel du BSFL pour réduire les déchets organiques, des études sur la valeur de divers sous-produits ont montré que la composition du BSFL est en partie régulée par son alimentation. Actuellement, la régulation du profil FA de H. illucens continue de s'améliorer. La capacité du BSFL à bioaccumuler les AGPI a été démontrée sur des substrats riches en AGPI tels que les algues, les déchets de poisson ou les farines telles que les graines de lin, ce qui fournit un profil d'AG de meilleure qualité pour la nutrition animale19,22,23. En revanche, pour les sous-produits non enrichis en AGPI, il n’existe pas toujours de corrélation entre les profils alimentaires en AG et les AG larvaires, indiquant l’influence d’autres nutriments24,25. En fait, l’effet du CH digestible sur les profils d’AF reste mal compris et sous-étudié24,25,26,27.
À notre connaissance, bien que les monosaccharides et disaccharides totaux soient abondants dans le régime alimentaire de H. illucens, leur rôle nutritionnel reste mal compris dans la nutrition de H. illucens. Le but de cette étude était d’élucider leurs effets sur la nutrition et la composition lipidique des BSFL. Nous évaluerons la croissance, la survie et la productivité des larves dans différentes conditions nutritionnelles. Ensuite, nous décrirons la teneur en lipides et le profil en acides gras de chaque régime pour mettre en évidence les effets du CH sur la qualité nutritionnelle du BSFL.
Nous avons émis l'hypothèse que la nature du CH testé affecterait (1) la croissance des larves, (2) les niveaux de lipides totaux et (3) modulerait le profil des FA. Les monosaccharides peuvent être absorbés directement, tandis que les disaccharides doivent être hydrolysés. Les monosaccharides sont ainsi plus disponibles en tant que sources d'énergie directes ou précurseurs de la lipogenèse via les voies de la FA synthase et de la thioestérase, améliorant ainsi la croissance larvaire de H. illucens et favorisant l'accumulation de lipides de réserve (en particulier l'acide laurique).
Le CH testé a affecté le poids corporel moyen des larves pendant la croissance (Fig. 1). FRU, GLU, SUC et MAL ont augmenté le poids corporel des larves de la même manière que le régime témoin (CEL). En revanche, LAC et GAL semblent retarder le développement larvaire. Notamment, le LAC a eu un effet négatif significatif sur la croissance larvaire par rapport au SUC tout au long de la période de croissance : 9,16 ± 1,10 mg contre 15,00 ± 1,01 mg au jour 3 (F6,21 = 12,77, p < 0,001 ; Fig. 1), 125,11 ± 4,26. mg et 211,79 ± 14,93 mg, respectivement, le jour 17 (F6,21 = 38,57, p < 0,001 ; Fig. 1).
Utilisation de différents monosaccharides (fructose (FRU), galactose (GAL), glucose (GLU)), disaccharides (lactose (LAC), maltose (MAL), saccharose (SUC)) et cellulose (CEL) comme contrôles. Croissance de larves nourries de larves de mouches soldats noires. Chaque point de la courbe représente le poids individuel moyen (mg) calculé en pesant 20 larves sélectionnées au hasard parmi une population de 100 larves (n = 4). Les barres d'erreur représentent SD.
Le régime CEL a permis une excellente survie larvaire de 95,5 ± 3,8 %. De plus, la survie de H. illucens nourris avec des régimes contenant du CH soluble était réduite (GLM : χ = 107,13, df = 21, p < 0,001), en raison du MAL et du SUC (disaccharides) dans le CH étudié. La mortalité était inférieure à celle des GLU, FRU, GAL (monosaccharide) et LAC (EMM : p < 0,001, Figure 2).
Boxplot de survie de larves de mouches soldats noires traitées avec divers monosaccharides (fructose, galactose, glucose), disaccharides (lactose, maltose, saccharose) et cellulose comme contrôles. Les traitements portant la même lettre ne sont pas significativement différents les uns des autres (EMM, p > 0,05).
Tous les régimes testés ont permis aux larves d’atteindre le stade prépupal. Cependant, les CH testés avaient tendance à prolonger le développement larvaire (F6, 21 = 9, 60, p <0, 001; tableau 1). En particulier, les larves nourries avec GAL et LAC ont mis plus de temps à atteindre le stade prépupal que les larves élevées avec CEL (CEL-GAL : p < 0,001 ; CEL-LAC : p < 0,001 ; Tableau 1).
Le CH testé a également eu des effets différents sur le poids corporel des larves, le poids corporel des larves nourries avec le régime CEL atteignant 180,19 ± 11,35 mg (F6,21 = 16,86, p < 0,001 ; Fig. 3). FRU, GLU, MAL et SUC ont donné lieu à un poids corporel final moyen des larves supérieur à 200 mg, ce qui était significativement supérieur à celui du CEL (p < 0,05). En revanche, les larves nourries avec GAL et LAC avaient un poids corporel inférieur, avec une moyenne de 177,64 ± 4,23 mg et 156,30 ± 2,59 mg, respectivement (p < 0,05). Cet effet était plus prononcé avec le régime LAC, où le poids corporel final était inférieur à celui du régime témoin (CEL-LAC : différence = 23,89 mg ; p = 0,03 ; Figure 3).
Poids final moyen des larves individuelles exprimé en taches larvaires (mg) et des mouches soldats noires exprimé en histogramme (g) nourries avec différents monosaccharides (fructose, galactose, glucose), disaccharides (lactose, maltose, saccharose) et cellulose (comme contrôle). Les lettres en colonnes représentent des groupes significativement différents en termes de poids total des larves (p < 0,001). Les lettres associées aux taches larvaires représentent des groupes avec des poids larvaires individuels significativement différents (p < 0,001). Les barres d'erreur représentent SD.
Le poids individuel maximum était indépendant du poids total final maximum de la colonie larvaire. En fait, les régimes contenant du FRU, du GLU, du MAL et du SUC n’ont pas augmenté le poids total des larves produites dans le réservoir par rapport au CEL (Figure 3). Cependant, LAC diminuait significativement le poids total (CEL-LAC : différence = 9,14 g ; p < 0,001 ; Figure 3).
Le tableau 1 montre le rendement (larves/jour). Il est intéressant de noter que les rendements optimaux de CEL, MAL et SUC étaient similaires (tableau 1). En revanche, FRU, GAL, GLU et LAC ont réduit le rendement par rapport au CEL (Tableau 1). GAL et LAC ont obtenu les pires résultats : le rendement a été réduit de moitié, à seulement 0,51 ± 0,09 g de larves/jour et 0,48 ± 0,06 g de larves/jour, respectivement (Tableau 1).
Les monosaccharides et les disaccharides ont augmenté la teneur en lipides des larves CF (tableau 1). Avec le régime CLE, des larves avec une teneur en lipides de 23,19 ± 0,70 % de la teneur en MS ont été obtenues. À titre de comparaison, la teneur moyenne en lipides chez les larves nourries avec du sucre soluble était supérieure à 30 % (tableau 1). Cependant, les CH testés ont augmenté leur teneur en matières grasses dans la même mesure.
Comme prévu, les sujets CG ont affecté le profil FA des larves à des degrés divers (Fig. 4). La teneur en AGS était élevée dans tous les régimes et atteignait plus de 60 %. MAL et SUC ont déséquilibré le profil FA, ce qui a entraîné une augmentation du contenu SFA. Dans le cas du MAL, d'une part, ce déséquilibre a conduit principalement à une diminution de la teneur en acides gras monoinsaturés (AGMI) (F6,21 = 7,47 ; p < 0,001 ; Fig. 4). En revanche, pour le SUC, la diminution était plus uniforme entre les MUFA et les PUFA. LAC et MAL ont eu des effets opposés sur le spectre FA (SFA : F6,21 = 8,74 ; p < 0,001 ; MUFA : F6,21 = 7,47 ; p < 0,001 ; AGPI : χ2 = 19,60 ; Df = 6 ; p < 0,001 ; Figure 4). La plus faible proportion d'AGS dans les larves nourries avec du LAC semble augmenter la teneur en AGMI. En particulier, les niveaux d'AGMI étaient plus élevés chez les larves nourries avec du LAC que chez les autres sucres solubles, à l'exception du GAL (F6,21 = 7,47 ; p < 0,001 ; Figure 4).
En utilisant différents monosaccharides (fructose (FRU), galactose (GAL), glucose (GLU)), disaccharides (lactose (LAC), maltose (MAL), saccharose (SUC)) et cellulose (CEL) comme contrôles, boîte à moustaches d'acide gras composition nourrie aux larves de mouches soldats noires. Les résultats sont exprimés en pourcentage du FAME total. Les traitements marqués de lettres différentes sont significativement différents (p < 0,001). (a) Proportion d'acides gras saturés ; (b) Acides gras monoinsaturés ; (c) Acides gras polyinsaturés.
Parmi les acides gras identifiés, l'acide laurique (C12:0) était dominant dans tous les spectres observés (plus de 40 %). Les autres AGS présents étaient l'acide palmitique (C16:0) (moins de 10 %), l'acide stéarique (C18:0) (moins de 2,5 %) et l'acide caprique (C10:0) (moins de 1,5 %). Les AGMI étaient principalement représentés par l'acide oléique (C18: 1n9) (moins de 9,5%), tandis que les AGPI étaient principalement composés d'acide linoléique (C18: 2n6) (moins de 13,0%) (voir tableau supplémentaire S1). De plus, une petite proportion de composés n'a pas pu être identifiée, en particulier dans le spectre des larves CEL, où le composé non identifié numéro 9 (UND9) représentait une moyenne de 2,46 ± 0,52 % (voir le tableau supplémentaire S1). L'analyse GC × GC-FID suggère qu'il pourrait s'agir d'un acide gras à 20 carbones avec cinq ou six doubles liaisons (voir Figure supplémentaire S5).
L'analyse PERMANOVA a révélé trois groupes distincts basés sur les profils d'acides gras (F6,21 = 7,79, p < 0,001 ; Figure 5). L'analyse en composantes principales (ACP) du spectre TBC illustre cela et s'explique par deux composantes (Figure 5). Les principaux composants expliquaient 57,9 % de la variance et comprenaient, par ordre d'importance, l'acide laurique (C12:0), l'acide oléique (C18:1n9), l'acide palmitique (C16:0), l'acide stéarique (C18:0) et acide linolénique (C18: 3n3) (voir Figure S4). Le deuxième composant expliquait 26,3 % de la variance et incluait, par ordre d'importance, l'acide décanoïque (C10 : 0) et l'acide linoléique (C18 : 2n6 cis) (voir Figure supplémentaire S4). Les profils des régimes contenant des sucres simples (FRU, GAL et GLU) présentaient des caractéristiques similaires. En revanche, les disaccharides ont donné des profils différents : MAL et SUC d'une part et LAC d'autre part. En particulier, le MAL était le seul sucre qui modifiait le profil FA par rapport au CEL. De plus, le profil MAL était significativement différent des profils FRU et GLU. En particulier, le profil MAL présentait la plus forte proportion de C12:0 (54,59 ± 2,17 %), ce qui le rend comparable au CEL (43,10 ± 5,01 %), au LAC (43,35 ± 1,31 %), au FRU (48,90 ± 1,97 %) et Profils GLU (48,38 ± 2,17 %) (voir tableau supplémentaire S1). Le spectre MAL présentait également la plus faible teneur en C18:1n9 (9,52 ± 0,50 %), ce qui le différenciait davantage des spectres LAC (12,86 ± 0,52 %) et CEL (12,40 ± 1,31 %). Une tendance similaire a été observée pour le C16:0. Dans le deuxième composant, le spectre LAC présentait la teneur en C18:2n6 la plus élevée (17,22 ± 0,46 %), tandis que le spectre MAL présentait la plus faible (12,58 ± 0,67 %). C18: 2n6 a également différencié LAC du contrôle (CEL), qui présentait des niveaux inférieurs (13, 41 ± 2, 48%) (voir le tableau supplémentaire S1).
Graphique PCA du profil des acides gras des larves de mouches soldats noires avec différents monosaccharides (fructose, galactose, glucose), disaccharides (lactose, maltose, saccharose) et cellulose comme contrôle.
Pour étudier les effets nutritionnels des sucres solubles sur les larves de H. illucens, la cellulose (CEL) dans les aliments pour poulets a été remplacée par du glucose (GLU), du fructose (FRU), du galactose (GAL), du maltose (MAL), du saccharose (SUC) et lactose (LAC). Cependant, les monosaccharides et les disaccharides ont eu des effets différents sur le développement, la survie et la composition des larves d'HF. Par exemple, GLU, FRU et leurs formes disaccharides (MAL et SUC) ont exercé des effets positifs sur la croissance des larves, leur permettant d'atteindre des poids corporels finaux plus élevés que le CEL. Contrairement aux CEL non digestibles, les GLU, FRU et SUC peuvent contourner la barrière intestinale et constituer d’importantes sources de nutriments dans les régimes alimentaires formulés16,28. Le MAL manque de transporteurs animaux spécifiques et serait hydrolysé en deux molécules de glucose avant assimilation15. Ces molécules sont stockées dans le corps de l’insecte comme source d’énergie directe ou sous forme de lipides18. Premièrement, en ce qui concerne ces dernières, certaines des différences intramodales observées peuvent être dues à de légères différences dans les sex-ratios. En effet, chez H. illucens, la reproduction peut être entièrement spontanée : les femelles adultes disposent naturellement de réserves de ponte suffisantes et sont plus lourdes que les mâles29. Cependant, l’accumulation de lipides dans le BSFL est en corrélation avec l’apport alimentaire en CH2 soluble, comme observé précédemment pour le GLU et le xylose . Par exemple, Li et al.30 ont observé que lorsque 8 % de GLU étaient ajoutés au régime alimentaire des larves, la teneur en lipides des larves de BSF augmentait de 7,78 % par rapport aux témoins. Nos résultats sont cohérents avec ces observations, montrant que la teneur en graisses des larves nourries avec le sucre soluble était supérieure à celle des larves nourries avec le régime CEL, contre une augmentation de 8,57 % avec une supplémentation en GLU. Étonnamment, des résultats similaires ont été observés chez les larves nourries avec du GAL et du LAC, malgré les effets néfastes sur la croissance des larves, leur poids corporel final et leur survie. Les larves nourries avec du LAC étaient significativement plus petites que celles nourries avec le régime CEL, mais leur teneur en matières grasses était comparable à celle des larves nourries avec les autres sucres solubles. Ces résultats mettent en évidence les effets antinutritionnels du lactose sur le BSFL. Premièrement, l’alimentation contient une grande quantité de CH. Les systèmes d'absorption et d'hydrolyse des monosaccharides et des disaccharides, respectivement, peuvent atteindre la saturation, provoquant des goulots d'étranglement dans le processus d'assimilation. Quant à l'hydrolyse, elle est réalisée par les α- et β-glucosidases 31 . Ces enzymes ont des substrats privilégiés en fonction de leur taille et des liaisons chimiques (liaisons α ou β) entre leurs monosaccharides constitutifs 15 . L'hydrolyse du LAC en GLU et GAL est réalisée par la β-galactosidase, une enzyme dont l'activité a été démontrée dans l'intestin du BSF 32 . Cependant, son expression peut être insuffisante par rapport à la quantité de LAC consommée par les larves. En revanche, l’α-glucosidase maltase et la sucrase 15, connues pour être abondamment exprimées chez les insectes, sont capables de décomposer de grandes quantités de MAL et de saccharose SUC, limitant ainsi cet effet rassasiant. Deuxièmement, les effets antinutritionnels peuvent être dus à la stimulation réduite de l’activité de l’amylase intestinale des insectes et au ralentissement du comportement alimentaire par rapport aux autres traitements. En effet, les sucres solubles ont été identifiés comme stimulateurs de l’activité enzymatique importante pour la digestion des insectes, comme l’amylase, et comme déclencheurs de la réponse alimentaire33,34,35. Le degré de stimulation varie en fonction de la structure moléculaire du sucre. En fait, les disaccharides nécessitent une hydrolyse avant absorption et ont tendance à stimuler davantage l’amylase que leurs monosaccharides constitutifs34. En revanche, le LAC a un effet plus doux et s’est révélé incapable de soutenir la croissance des insectes chez diverses espèces33,35. Par exemple, chez le ravageur Spodoptera exigua (Boddie 1850), aucune activité hydrolytique de LAC n’a été détectée dans les extraits d’enzymes de l’intestin moyen de la chenille36.
Concernant le spectre FA, nos résultats indiquent des effets modulateurs significatifs du CH testé. Notamment, bien que l'acide laurique (C12: 0) représentait moins de 1% de l'AG total dans l'alimentation, il dominait dans tous les profils (voir le tableau supplémentaire S1). Ceci concorde avec les données précédentes selon lesquelles l'acide laurique est synthétisé à partir du CH alimentaire chez H. illucens via une voie impliquant l'acétyl-CoA carboxylase et la FA synthase19,27,37. Nos résultats confirment que le CEL est en grande partie indigeste et agit comme un « agent de gonflement » dans les régimes alimentaires témoins BSF, comme discuté dans plusieurs études BSFL38,39,40. Le remplacement du CEL par des monosaccharides et des disaccharides autres que le LAC a augmenté le rapport C12: 0, indiquant une absorption accrue de CH par les larves. Il est intéressant de noter que les disaccharides MAL et SUC favorisent la synthèse de l'acide laurique plus efficacement que leurs monosaccharides constitutifs, ce qui suggère que malgré le degré plus élevé de polymérisation de GLU et FRU, et puisque la drosophile est le seul transporteur de saccharose identifié chez les espèces de protéines animales, les transporteurs de disaccharides peut ne pas être présent dans l’intestin des larves de H. illucens15, l’utilisation de GLU et de FRU est augmentée. Cependant, bien que le GLU et le FRU soient théoriquement plus facilement métabolisés par le BSF, ils le sont également plus facilement par les substrats et les micro-organismes intestinaux, ce qui peut entraîner leur dégradation plus rapide et leur utilisation réduite par les larves par rapport aux disaccharides.
À première vue, la teneur en lipides des larves nourries avec du LAC et du MAL était comparable, indiquant une biodisponibilité similaire de ces sucres. Cependant, de manière surprenante, le profil FA de LAC était plus riche en SFA, en particulier avec une teneur plus faible en C12: 0, par rapport à MAL. Une hypothèse pour expliquer cette différence est que LAC pourrait stimuler la bioaccumulation d’AF alimentaires via l’acétyl-CoA FA synthase. Soutenant cette hypothèse, les larves LAC présentaient le rapport décanoate (C10: 0) le plus faible (0,77 ± 0,13%) par rapport au régime CEL (1,27 ± 0,16%), ce qui indique une activité réduite de la FA synthase et de la thioestérase19. Deuxièmement, les acides gras alimentaires sont considérés comme le principal facteur influençant la composition en AGS de H. illucens27. Dans nos expériences, l'acide linoléique (C18:2n6) représentait 54,81 % des acides gras alimentaires, la proportion dans les larves LAC étant de 17,22 ± 0,46 % et dans la MAL de 12,58 ± 0,67 %. L'acide oléique (cis + trans C18:1n9) (23,22 % dans l'alimentation) a montré une tendance similaire. Le rapport de l'acide α-linolénique (C18:3n3) conforte également l'hypothèse de la bioaccumulation. On sait que cet acide gras s'accumule dans le BSFL lors de l'enrichissement du substrat, tel que l'ajout de tourteaux de graines de lin, jusqu'à 6 à 9 % des acides gras totaux des larves19. Dans les régimes enrichis, le C18:3n3 peut représenter jusqu'à 35 % du total des acides gras alimentaires. Cependant, dans notre étude, le C18:3n3 ne représentait que 2,51 % du profil des acides gras. Bien que la proportion trouvée dans la nature soit plus faible chez nos larves, cette proportion était plus élevée chez les larves LAC (0,87 ± 0,02 %) que chez les MAL (0,49 ± 0,04 %) (p < 0,001 ; voir le tableau supplémentaire S1). Le régime CEL avait une proportion intermédiaire de 0,72 ± 0,18 %. Enfin, le rapport acide palmitique (C16: 0) dans les larves CF reflète la contribution des voies de synthèse et du FA19 alimentaire. Hoc et coll. 19 ont observé que la synthèse de C16:0 était réduite lorsque le régime était enrichi en farine de graines de lin, ce qui était attribué à une diminution de la disponibilité du substrat acétyl-CoA due à une diminution du rapport CH. Étonnamment, bien que les deux régimes aient une teneur en CH similaire et que le MAL ait montré une biodisponibilité plus élevée, les larves du MAL ont présenté le rapport C16:0 le plus faible (10,46 ± 0,77 %), tandis que le LAC a montré une proportion plus élevée, représentant 12,85 ± 0,27 % (p < 0,05 ; voir Tableau supplémentaire S1). Ces résultats mettent en évidence l’influence complexe des nutriments sur la digestion et le métabolisme du BSFL. Actuellement, les recherches sur ce sujet sont plus approfondies chez les lépidoptères que chez les diptères. Chez les chenilles, le LAC a été identifié comme un faible stimulant du comportement alimentaire par rapport à d’autres sucres solubles tels que le SUC et le FRU34,35. En particulier, chez Spodopteralittoralis (Boisduval 1833), la consommation de MAL stimule davantage l’activité amylolytique dans l’intestin que LAC34. Des effets similaires dans le BSFL peuvent expliquer la stimulation accrue de la voie de synthèse C12: 0 chez les larves de MAL, qui est associée à une augmentation du CH absorbé par l'intestin, à une alimentation prolongée et à l'action de l'amylase intestinale. Une moindre stimulation du rythme alimentaire en présence de LAC peut également expliquer la croissance plus lente des larves de LAC. De plus, Liu Yanxia et al. 27 ont noté que la durée de conservation des lipides dans les substrats de H. illucens était plus longue que celle du CH. Par conséquent, les larves LAC pourraient dépendre davantage des lipides alimentaires pour compléter leur développement, ce qui pourrait augmenter leur teneur finale en lipides et moduler leur profil en acides gras.
À notre connaissance, seules quelques études ont testé les effets de l’ajout de monosaccharides et de disaccharides aux régimes BSF sur leurs profils en AG. Premièrement, Li et al. 30 ont évalué les effets du GLU et du xylose et ont observé des taux de lipides similaires aux nôtres à un taux d'addition de 8 %. Le profil des AG n’était pas détaillé et était constitué principalement d’AGS, mais aucune différence n’a été constatée entre les deux sucres ni lorsqu’ils étaient présentés simultanément30. De plus, Cohn et al. 41 n'ont montré aucun effet de l'ajout de 20 % de GLU, SUC, FRU et GAL à l'alimentation des poulets sur les profils FA respectifs. Ces spectres ont été obtenus à partir de répétitions techniques plutôt que biologiques, ce qui, comme l'expliquent les auteurs, peut limiter l'analyse statistique. De plus, l’absence de contrôle iso-sucre (par CEL) limite l’interprétation des résultats. Récemment, deux études réalisées par Nugroho RA et al. démontré des anomalies dans les spectres FA42,43. Dans la première étude, Nugroho RA et al. 43 ont testé l'effet de l'ajout de FRU à la farine de palmiste fermentée. Le profil AF des larves résultantes a montré des niveaux anormalement élevés d'AGPI, dont plus de 90 % provenaient du régime alimentaire contenant 10 % de FRU (similaire à notre étude). Bien que ce régime contienne des granulés de poisson riches en AGPI, les valeurs rapportées du profil FA des larves du régime témoin composé à 100 % de PCM fermenté n'étaient cohérentes avec aucun profil rapporté précédemment, en particulier le niveau anormal de C18:3n3 de 17,77. ± 1,67 % et 26,08 ± 0,20 % pour l'acide linoléique conjugué (C18:2n6t), un isomère rare de l'acide linoléique acide. La deuxième étude a montré des résultats similaires, notamment FRU, GLU, MAL et SUC42 dans la farine de palmiste fermentée. Ces études, comme la nôtre, mettent en évidence de sérieuses difficultés dans la comparaison des résultats des essais de régime alimentaire des larves BSF, tels que les choix de contrôle, les interactions avec d'autres sources de nutriments et les méthodes d'analyse des FA.
Au cours des expérimentations, nous avons observé que la couleur et l'odeur du substrat variaient en fonction de l'alimentation utilisée. Ceci suggère que les micro-organismes pourraient jouer un rôle dans les résultats observés dans le substrat et le système digestif des larves. En fait, les monosaccharides et les disaccharides sont facilement métabolisés par les micro-organismes colonisateurs. La consommation rapide de sucres solubles par les micro-organismes peut entraîner la libération de grandes quantités de produits métaboliques microbiens tels que l'éthanol, l'acide lactique, les acides gras à chaîne courte (par exemple l'acide acétique, l'acide propionique, l'acide butyrique) et le dioxyde de carbone44. Certains de ces composés pourraient être responsables des effets toxiques mortels sur les larves également observés par Cohn et al.41 dans des conditions de développement similaires. Par exemple, l’éthanol est nocif pour les insectes45. De grandes quantités d'émissions de dioxyde de carbone peuvent entraîner son accumulation au fond du réservoir, ce qui peut priver l'atmosphère d'oxygène si la circulation de l'air ne permet pas son rejet. Concernant les AGCC, leurs effets sur les insectes, notamment H. illucens, restent mal compris, même si l’acide lactique, l’acide propionique et l’acide butyrique se sont révélés mortels chez Callosobruchus maculatus (Fabricius 1775)46. Chez Drosophila melanogaster Meigen 1830, ces SCFA sont des marqueurs olfactifs qui guident les femelles vers les sites de ponte, suggérant un rôle bénéfique dans le développement larvaire47. Cependant, l’acide acétique est classé comme substance dangereuse et peut inhiber considérablement le développement des larves47. En revanche, il a récemment été démontré que le lactate d’origine microbienne avait un effet protecteur contre les microbes intestinaux invasifs chez la drosophile48. De plus, les micro-organismes du système digestif jouent également un rôle dans la digestion du CH chez les insectes49. Les effets physiologiques des AGCC sur le microbiote intestinal, tels que le taux d'alimentation et l'expression des gènes, ont été décrits chez les vertébrés 50 . Ils peuvent également avoir un effet trophique sur les larves de H. illucens et contribuer en partie à la régulation des profils FA. Les études sur les effets nutritionnels de ces produits de fermentation microbienne clarifieront leurs effets sur la nutrition de H. illucens et fourniront une base pour de futures études sur les micro-organismes bénéfiques ou nuisibles en termes de leur développement et de la valeur des substrats riches en AG. À cet égard, le rôle des micro-organismes dans les processus digestifs des insectes élevés en masse est de plus en plus étudié. Les insectes commencent à être considérés comme des bioréacteurs, fournissant des conditions de pH et d'oxygénation qui facilitent le développement de micro-organismes spécialisés dans la dégradation ou la détoxification des nutriments difficiles à digérer par les insectes 51 . Récemment, Xiang et al.52 ont démontré que, par exemple, l'inoculation de déchets organiques avec un mélange bactérien permet à la CF d'attirer des bactéries spécialisées dans la dégradation de la lignocellulose, améliorant ainsi sa dégradation dans le substrat par rapport aux substrats sans larves.
Enfin, en ce qui concerne l’utilisation bénéfique des déchets organiques par H. illucens, les régimes CEL et SUC produisent le plus grand nombre de larves par jour. Cela signifie que malgré le poids final inférieur des individus, le poids total des larves produites sur un substrat constitué de CH indigeste est comparable à celui obtenu avec un régime homosaccharide contenant des monosaccharides et des disaccharides. Dans notre étude, il est important de noter que les niveaux d’autres nutriments sont suffisants pour soutenir la croissance de la population larvaire et que l’ajout de CEL doit être limité. Cependant, la composition finale des larves diffère, soulignant l’importance de choisir la bonne stratégie de valorisation des insectes. Les larves CEL nourries avec des aliments complets sont plus adaptées à l'alimentation animale en raison de leur plus faible teneur en matières grasses et de leurs niveaux d'acide laurique plus faibles, tandis que les larves nourries avec des régimes SUC ou MAL nécessitent une dégraissage par pressage pour augmenter la valeur de l'huile, notamment dans le biocarburant. secteur. La BAC se trouve dans les sous-produits de l’industrie laitière, comme le lactosérum issu de la production fromagère. Récemment, son utilisation (3,5% de lactose) a amélioré le poids corporel final des larves53. Cependant, le régime témoin de cette étude contenait la moitié de la teneur en lipides. Par conséquent, les effets antinutritionnels du LAC pourraient avoir été contrecarrés par la bioaccumulation larvaire de lipides alimentaires.
Comme le montrent des études précédentes, les propriétés des monosaccharides et des disaccharides affectent de manière significative la croissance du BSFL et modulent son profil FA. En particulier, le LAC semble jouer un rôle antinutritionnel au cours du développement larvaire en limitant la disponibilité du CH pour l'absorption des lipides alimentaires, favorisant ainsi la bioaccumulation des UFA. Dans ce contexte, il serait intéressant de réaliser des bioessais utilisant des régimes combinant PUFA et LAC. En outre, le rôle des micro-organismes, en particulier celui des métabolites microbiens (tels que les SCFA) dérivés des processus de fermentation du sucre, reste un sujet de recherche digne d'être étudié.
Les insectes ont été obtenus auprès de la colonie BSF du Laboratoire d'Entomologie Fonctionnelle et Évolutive créé en 2017 à Agro-Bio Tech, Gembloux, Belgique (pour plus de détails sur les méthodes d'élevage, voir Hoc et al. 19). Pour les essais expérimentaux, 2,0 g d'œufs BSF ont été collectés quotidiennement au hasard dans des cages d'élevage et incubés dans 2,0 kg d'aliments humides pour poulets à 70 % (Aveve, Louvain, Belgique). Cinq jours après l'éclosion, les larves ont été séparées du substrat et comptées manuellement à des fins expérimentales. Le poids initial de chaque lot a été mesuré. Le poids individuel moyen était de 7,125 ± 0,41 mg et la moyenne pour chaque traitement est présentée dans le tableau supplémentaire S2.
La formulation du régime a été adaptée de l'étude de Barragan-Fonseca et al. 38 . En bref, un compromis a été trouvé entre la même qualité alimentaire pour les larves de poulets, une teneur en matière sèche (MS) similaire, un CH élevé (10 % sur la base de l'alimentation fraîche) et une texture, puisque les sucres simples et les disaccharides n'ont pas de propriétés texturales. Selon les informations du fabricant (Chicken Feed, AVEVE, Louvain, Belgique), le CH testé (c'est-à-dire le sucre soluble) a été ajouté séparément sous forme de solution aqueuse autoclavée (15,9%) à un régime composé de 16,0% de protéines, 5,0% de lipides totaux, Aliment haché pour poulets à 11,9 % composé de cendres et 4,8 % de fibres. Dans chaque pot de 750 ml (17,20 × 11,50 × 6,00 cm, AVA, Tempssee, Belgique), 101,9 g de solution de CH autoclavée ont été mélangés à 37,8 g d'aliment pour poulets. Pour chaque régime, la teneur en matière sèche était de 37,0 %, comprenant des protéines homogènes (11,7 %), des lipides homogènes (3,7 %) et des sucres homogènes (26,9 % de CH ajouté). Les CH testés étaient le glucose (GLU), le fructose (FRU), le galactose (GAL), le maltose (MAL), le saccharose (SUC) et le lactose (LAC). Le régime alimentaire témoin était constitué de cellulose (CEL), considérée comme indigeste pour les larves de H. illucens 38 . Cent larves âgées de 5 jours ont été placées dans un bac muni d'un couvercle percé d'un trou de 1 cm de diamètre au milieu et recouvert d'une moustiquaire en plastique. Chaque régime a été répété quatre fois.
Le poids des larves a été mesuré trois jours après le début de l'expérience. Pour chaque mesure, 20 larves ont été retirées du substrat à l'aide d'eau tiède stérile et de pinces, séchées et pesées (STX223, Ohaus Scout, Parsippany, USA). Après pesée, les larves ont été replacées au centre du substrat. Des mesures ont été prises régulièrement trois fois par semaine jusqu'à l'émergence de la première prépupe. À ce stade, collectez, comptez et pesez toutes les larves comme décrit précédemment. Séparez les larves du stade 6 (c'est-à-dire les larves blanches correspondant au stade larvaire précédant le stade prépupal) et les prépupes (c'est-à-dire le dernier stade larvaire au cours duquel les larves de BSF deviennent noires, cessent de se nourrir et recherchent un environnement propice à la métamorphose) et stockez-les à - 18°C pour l’analyse de la composition. Le rendement a été calculé comme le rapport de la masse totale d'insectes (larves et prépupes du stade 6) obtenues par boîte (g) au temps de développement (d). Toutes les valeurs moyennes dans le texte sont exprimées sous la forme : moyenne ± SD.
Toutes les étapes ultérieures utilisant des solvants (hexane (Hex), chloroforme (CHCl3), méthanol (MeOH)) ont été réalisées sous une hotte et ont nécessité le port de gants en nitrile, de tabliers et de lunettes de sécurité.
Les larves blanches ont été séchées dans un lyophilisateur FreeZone6 (Labconco Corp., Kansas City, MO, USA) pendant 72 h, puis broyées (IKA A10, Staufen, Allemagne). Les lipides totaux ont été extraits de ± 1 g de poudre en utilisant la méthode Folch 54. La teneur en humidité résiduelle de chaque échantillon lyophilisé a été déterminée en double à l'aide d'un analyseur d'humidité (MA 150, Sartorius, Göttiggen, Allemagne) pour corriger les lipides totaux.
Les lipides totaux ont été transestérifiés dans des conditions acides pour obtenir des esters méthyliques d'acides gras. En bref, environ 10 mg de lipides/100 µl de solution de CHCl3 (100 µl) ont été évaporés avec de l'azote dans un tube Pyrex© de 8 ml (SciLabware – DWK Life Sciences, Londres, Royaume-Uni). Le tube a été placé dans une solution Hex (0,5 ml) (PESTINORM®SUPRATRACE n-Hexane > 95 % pour l'analyse des traces organiques, VWR Chemicals, Radnor, PA, USA) et Hex/MeOH/BF3 (20/25/55) (0,5 ml) au bain-marie à 70 °C pendant 90 min. Après refroidissement, une solution aqueuse à 10 % de H2SO4 (0,2 ml) et une solution saturée de NaCl (0,5 ml) ont été ajoutées. Mélangez le tube et remplissez le mélange avec du Hex propre (8,0 ml). Une partie de la phase supérieure a été transférée dans un flacon et analysée par chromatographie en phase gazeuse avec un détecteur à ionisation de flamme (GC-FID). Les échantillons ont été analysés à l'aide d'un Trace GC Ultra (Thermo Scientific, Waltham, MA, USA) équipé d'un injecteur split/splitless (240 °C) en mode split (débit divisé : 10 mL/min), d'une colonne Stabilwax®-DA ( 30 m, 0,25 mm id, 0,25 μm, Restek Corp., Bellefonte, PA, USA) et un FID (250 °C). Le programme de température a été réglé comme suit : 50 °C pendant 1 min, augmentant jusqu'à 150 °C à 30 °C/min, augmentant jusqu'à 240 °C à 4 °C/min et continuant à 240 °C pendant 5 min. Hex a été utilisé comme blanc et un étalon de référence contenant 37 esters méthyliques d'acides gras (Supelco 37-component FAMEmix, Sigma-Aldrich, Overijse, Belgique) a été utilisé pour l'identification. L'identification des acides gras insaturés (UFA) a été confirmée par GC bidimensionnelle complète (GC × GC-FID) et la présence d'isomères a été déterminée avec précision par une légère adaptation de la méthode de Ferrara et al. 55. Les détails de l'instrument peuvent être trouvés dans le tableau supplémentaire S3 et les résultats dans la figure supplémentaire S5.
Les données sont présentées au format tableur Excel (Microsoft Corporation, Redmond, WA, USA). L'analyse statistique a été réalisée à l'aide de R Studio (version 2023.12.1+402, Boston, États-Unis) 56 . Les données sur le poids des larves, le temps de développement et la productivité ont été estimées à l'aide du modèle linéaire (LM) (commande «lm», package R «stats» 56) car elles correspondent à une distribution gaussienne. Les taux de survie utilisant l'analyse du modèle binomial ont été estimés à l'aide du modèle linéaire général (GLM) (commande « glm », package R « lme4 » 57 ). La normalité et l'homoscédasticité ont été confirmées à l'aide du test de Shapiro (commande « shapiro.test », package R « stats » 56 ) et de l'analyse de la variance des données (commande betadisper, package R « vegan » 58 ). Après analyse par paires des valeurs p significatives (p < 0,05) du test LM ou GLM, des différences significatives entre les groupes ont été détectées à l'aide du test EMM (commande « emmeans », package R « emmeans » 59).
Les spectres FA complets ont été comparés à l'aide d'une analyse de variance par permutation multivariée (c'est-à-dire permMANOVA ; commande « adonis2 », package R « vegan » 58) en utilisant la matrice de distance euclidienne et 999 permutations. Cela permet d’identifier les acides gras influencés par la nature des glucides alimentaires. Les différences significatives dans les profils FA ont été analysées plus en détail à l'aide de comparaisons par paires. Les données ont ensuite été visualisées par analyse en composantes principales (ACP) (commande « PCA », package R « FactoMineR » 60). L'AF responsable de ces différences a été identifiée en interprétant les cercles de corrélation. Ces candidats ont été confirmés à l'aide d'une analyse de variance unidirectionnelle (ANOVA) (commande « aov », package R « stats » 56 ) suivie du test post hoc de Tukey (commande TukeyHSD, package R « stats » 56 ). Avant l'analyse, la normalité a été évaluée à l'aide du test de Shapiro-Wilk, l'homoscédasticité a été vérifiée à l'aide du test de Bartlett (commande « bartlett.test », package R « stats » 56), et une méthode non paramétrique a été utilisée si aucune des deux hypothèses n'était remplie. . Les analyses ont été comparées (commande « kruskal.test », package R « stats » 56 ), puis des tests post hoc de Dunn ont été appliqués (commande dunn.test, package R « dunn.test » 56 ).
La version finale du manuscrit a été vérifiée à l'aide de Grammarly Editor en tant que correcteur d'épreuves d'anglais (Grammarly Inc., San Francisco, Californie, États-Unis) 61 .
Les ensembles de données générés et analysés au cours de la présente étude sont disponibles auprès de l'auteur correspondant sur demande raisonnable.
Kim, SW et coll. Répondre à la demande mondiale de protéines alimentaires : défis, opportunités et stratégies. Annales des biosciences animales 7, 221-243 (2019).
Caparros Megido, R., et al. Bilan de la situation et des perspectives de la production mondiale d'insectes comestibles. Entomol. Gén. 44, (2024).
Rehman, K.ur et al. La mouche soldat noire (Hermetia illucens) comme outil potentiellement innovant et écologique pour la gestion des déchets organiques : un bref aperçu. Recherche sur la gestion des déchets 41, 81-97 (2023).
Skala, A., et coll. Le substrat d’élevage influence la croissance et le statut en macronutriments des larves de mouches soldats noires produites industriellement. Sci. Rep.10, 19448 (2020).
Shu, MK et coll. Propriétés antimicrobiennes des extraits d’huile de larves de mouches soldats noires élevées sur de la chapelure. Science de l'alimentation animale, 64, (2024).
Schmitt, E. et de Vries, W. (2020). Avantages potentiels de l’utilisation du fumier de mouche soldat noire comme amendement du sol pour la production alimentaire et réduction de l’impact environnemental. Avis actuel. Maintien vert. 25, 100335 (2020).
Franco A. et coll. Lipides de mouche soldat noire : une source innovante et durable. Développement durable, Vol. 13, (2021).
Van Huis, A. Les insectes comme denrées alimentaires et aliments pour animaux, un domaine émergent en agriculture : une revue. J. Aliments pour insectes 6, 27-44 (2020).
Kachor, M., Bulak, P., Prots-Petrikha, K., Kirichenko-Babko, M. et Beganovsky, A. Diverses utilisations de la mouche soldat noire dans l'industrie et l'agriculture – une revue. Biologie 12, (2023).
Hock, B., Noel, G., Carpentier, J., Francis, F. et Caparros Megido, R. Optimisation de la propagation artificielle d'Hermetia illucens. PLOS UN 14, (2019).
Heure de publication : 25 décembre 2024