Благодарим вас за посещение Nature.com. Версия браузера, которую вы используете, имеет ограниченную поддержку CSS. Для достижения наилучших результатов мы рекомендуем использовать более новую версию браузера (или отключить режим совместимости в Internet Explorer). А пока, чтобы обеспечить постоянную поддержку, мы будем отображать сайт без стилей и JavaScript.
Черная львинка (Hermetia illucens, L. 1758) — всеядное детритоядное насекомое с высоким потенциалом утилизации органических побочных продуктов, богатых углеводами. Среди углеводов черные львинки полагаются на растворимые сахара для роста и синтеза липидов. Целью этого исследования было оценить влияние обычных растворимых сахаров на развитие, выживаемость и профиль жирных кислот черных львинок. Дополняйте корм для кур моносахаридами и дисахаридами отдельно. В качестве контроля использовали целлюлозу. Личинки, которых кормили глюкозой, фруктозой, сахарозой и мальтозой, росли быстрее, чем контрольные личинки. Напротив, лактоза оказывала антипитательное действие на личинок, замедляя рост и снижая конечную индивидуальную массу тела. Однако все растворимые сахара сделали личинок более жирными, чем те, которых кормили контрольной диетой. Примечательно, что протестированные сахара формировали профиль жирных кислот. Мальтоза и сахароза увеличили содержание насыщенных жирных кислот по сравнению с целлюлозой. Напротив, лактоза увеличила биоаккумуляцию пищевых ненасыщенных жирных кислот. Это исследование является первым, которое продемонстрировало влияние растворимого сахара на состав жирных кислот личинок черной львинки. Наши результаты показывают, что протестированные углеводы оказывают существенное влияние на состав жирных кислот личинок черной львинки и, следовательно, могут определять их окончательное применение.
Глобальный спрос на энергию и животный белок продолжает расти1. В контексте глобального потепления крайне важно найти более экологичные альтернативы ископаемой энергии и традиционным методам производства продуктов питания, одновременно увеличивая производство. Насекомые являются многообещающими кандидатами для решения этих проблем из-за их более низкого химического состава и воздействия на окружающую среду по сравнению с традиционным животноводством2. Среди насекомых отличным кандидатом для решения этих проблем является черная львинка (BSF), Hermetia illucens (L. 1758), детритоядный вид, способный питаться различными органическими субстратами3. Следовательно, повышение ценности этих субстратов посредством селекции ЧФ может создать новый источник сырья для удовлетворения потребностей различных отраслей промышленности.
Личинки BSF (BSFL) могут питаться побочными продуктами сельского хозяйства и агропромышленности, такими как пивоваренное зерно, растительные остатки, фруктовая мякоть и черствый хлеб, которые особенно подходят для роста BSFL из-за высокого содержания углеводов (CH)4,5, 6 контента. Крупномасштабное производство BSFL приводит к образованию двух продуктов: фекалий — смеси остатков субстрата и фекалий, которую можно использовать в качестве удобрения при выращивании растений7, и личинок, которые состоят в основном из белков, липидов и хитина. Белки и липиды в основном используются в животноводстве, биотопливе и косметике8,9. Что касается хитина, то этот биополимер находит применение в агропродовольственном секторе, биотехнологии и здравоохранении10.
ЧФ является аутогенным голометаболическим насекомым, а это означает, что его метаморфоз и размножение, особенно энергозатратные стадии жизненного цикла насекомого, могут полностью поддерживаться запасами питательных веществ, образующимися во время роста личинок11. В частности, синтез белков и липидов приводит к развитию жирового тела, важного органа хранения, который высвобождает энергию во время фаз отсутствия питания ЧФ: предкуколки (т. е. последней личиночной стадии, во время которой личинки ЧФ чернеют во время питания и поиска). для среды, подходящей для метаморфоза), куколок (т. е. неподвижной стадии, во время которой насекомое подвергается метаморфозу) и взрослых особей12,13. CH является основным источником энергии в рационе BSF14. Среди этих питательных веществ волокнистый CH, такой как гемицеллюлоза, целлюлоза и лигнин, в отличие от дисахаридов и полисахаридов (таких как крахмал), не может перевариваться BSFL15,16. Переваривание CH является важным предварительным этапом всасывания углеводов, которые в конечном итоге гидролизуются до простых сахаров в кишечнике16. Простые сахара затем могут всасываться (т.е. через перитрофическую мембрану кишечника) и метаболизироваться с получением энергии17. Как упоминалось выше, личинки хранят избыточную энергию в виде липидов в жировом теле12,18. Запасные липиды состоят из триглицеридов (нейтральных липидов, образованных из одной молекулы глицерина и трех жирных кислот), синтезируемых личинками из простых сахаров пищи. Эти CH обеспечивают субстраты ацетил-КоА, необходимые для биосинтеза жирных кислот (ЖК) через пути синтазы жирных кислот и тиоэстеразы19. В жирнокислотном профиле липидов H. illucens естественным образом преобладают насыщенные жирные кислоты (НЖК) с высокой долей лауриновой кислоты (C12:0)19,20. Таким образом, высокое содержание липидов и состав жирных кислот быстро становятся ограничивающими факторами для использования цельных личинок в кормах для животных, особенно в аквакультуре, где необходимы полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК)21.
С момента открытия потенциала BSFL по сокращению органических отходов исследования ценности различных побочных продуктов показали, что состав BSFL частично регулируется его рационом. В настоящее время регуляция профиля ЖК H. illucens продолжает улучшаться. Способность BSFL биоаккумулировать ПНЖК была продемонстрирована на богатых ПНЖК субстратах, таких как водоросли, рыбные отходы или мука, такая как льняное семя, что обеспечивает более качественный профиль ЖК для питания животных19,22,23. Напротив, для побочных продуктов, которые не обогащены ПНЖК, не всегда существует корреляция между профилями пищевых ЖК и личиночными ЖК, что указывает на влияние других питательных веществ24,25. Фактически, влияние перевариваемого CH на профили ЖК остается плохо изученным и недостаточно изученным24,25,26,27.
Насколько нам известно, хотя общие моносахариды и дисахариды в изобилии присутствуют в рационе H. illucens, их питательная роль остается плохо изученной в питании H. illucens. Целью этого исследования было выяснить их влияние на питание и липидный состав BSFL. Мы оценим рост, выживаемость и продуктивность личинок при различных условиях питания. Затем мы опишем содержание липидов и профиль жирных кислот в каждой диете, чтобы подчеркнуть влияние CH на качество питания BSFL.
Мы предположили, что природа тестируемого CH будет влиять (1) на рост личинок, (2) на уровень общих липидов и (3) модулировать профиль ЖК. Моносахариды могут всасываться напрямую, тогда как дисахариды должны подвергаться гидролизу. Таким образом, моносахариды более доступны в качестве прямых источников энергии или предшественников липогенеза через пути ЖК-синтазы и тиоэстеразы, тем самым усиливая рост личинок H. illucens и способствуя накоплению резервных липидов (особенно лауриновой кислоты).
Исследуемый ЦГ влиял на среднюю массу тела личинок в процессе роста (рис. 1). FRU, GLU, SUC и MAL увеличивали массу тела личинок аналогично контрольному рациону (CEL). Напротив, LAC и GAL, по-видимому, замедляют развитие личинок. Примечательно, что LAC оказывал достоверное негативное влияние на рост личинок по сравнению с SUC на протяжении всего периода роста: 9,16 ± 1,10 мг против 15,00 ± 1,01 мг на 3-й день (F6,21 = 12,77, p < 0,001; рис. 1), 125,11 ± 4,26. мг и 211,79±14,93 мг соответственно в день 17 (F6,21 = 38,57, p < 0,001; рис. 1).
В качестве контроля использовались различные моносахариды (фруктоза (FRU), галактоза (GAL), глюкоза (GLU)), дисахариды (лактоза (LAC), мальтоза (MAL), сахароза (SUC)) и целлюлоза (CEL). Рост личинок, питающихся личинками черной львинки. Каждая точка на кривой представляет собой средний индивидуальный вес (мг), рассчитанный путем взвешивания 20 случайно выбранных личинок из популяции в 100 личинок (n = 4). Столбики ошибок представляют SD.
Диета CEL обеспечила отличную выживаемость личинок 95,5 ± 3,8%. Более того, выживаемость H. illucens, получавших рационы, содержащие растворимый CH, была снижена (GLM: χ = 107,13, df = 21, p < 0,001), что было вызвано MAL и SUC (дисахаридами) в изученных CH. Смертность была ниже, чем у GLU, FRU, GAL (моносахарид) и LAC (EMM: p <0,001, рисунок 2).
Бокс-диаграмма выживаемости личинок черной львинки, обработанных различными моносахаридами (фруктозой, галактозой, глюкозой), дисахаридами (лактозой, мальтозой, сахарозой) и целлюлозой в качестве контроля. Лечение с одной и той же буквой существенно не отличается друг от друга (ЭММ, р > 0,05).
Все протестированные диеты позволяли личинкам достигать предкуколочной стадии. Однако протестированные CH имели тенденцию продлевать развитие личинок (F6,21=9,60, p<0,001; Таблица 1). В частности, личинкам, получавшим GAL и LAC, требовалось больше времени для достижения предкуколочной стадии по сравнению с личинками, выращенными на CEL (CEL-GAL: p<0,001; CEL-LAC: p<0,001; Таблица 1).
Исследуемые ЦГ также по-разному влияли на массу тела личинок: масса тела личинок, питавшихся рационом CEL, достигала 180,19 ± 11,35 мг (F6,21 = 16,86, p < 0,001; рис. 3). FRU, GLU, MAL и SUC привели к тому, что средняя конечная масса тела личинок составила более 200 мг, что было значительно выше, чем у CEL (p < 0,05). Напротив, личинки, получавшие GAL и LAC, имели меньшую массу тела, составляя в среднем 177,64 ± 4,23 мг и 156,30 ± 2,59 мг соответственно (p <0,05). Этот эффект был более выраженным при использовании LAC, где конечная масса тела была ниже, чем при контрольной диете (CEL-LAC: разница = 23,89 мг; p = 0,03; Рисунок 3).
Средний конечный вес отдельных личинок, выраженный в виде личиночных пятен (мг), и черных львинок, выраженных в виде гистограммы (г), которых кормили различными моносахаридами (фруктозой, галактозой, глюкозой), дисахаридами (лактозой, мальтозой, сахарозой) и целлюлозой (в качестве контроля). Буквы в столбцах обозначают группы, достоверно различающиеся по общей массе личинок (р < 0,001). Буквы, связанные с личиночными пятнами, представляют собой группы со значительно различающейся индивидуальной массой личинок (p < 0,001). Столбики ошибок представляют SD.
Максимальный индивидуальный вес не зависел от максимального конечного общего веса личинок. Фактически, диеты, содержащие FRU, GLU, MAL и SUC, не увеличивали общий вес личинок, образующихся в аквариуме, по сравнению с CEL (рис. 3). Однако LAC значительно снизил общий вес (CEL-LAC: разница = 9,14 г; p <0,001; рисунок 3).
В таблице 1 показан выход (личинок/день). Интересно, что оптимальные выходы CEL, MAL и SUC были одинаковыми (таблица 1). Напротив, FRU, GAL, GLU и LAC снизили урожайность по сравнению с CEL (таблица 1). Наихудшие результаты показали GAL и LAC: выход снизился вдвое и составил всего 0,51 ± 0,09 г личинок/день и 0,48 ± 0,06 г личинок/день соответственно (табл. 1).
Моносахариды и дисахариды повышали содержание липидов в личинках КФ (табл. 1). На рационе CLE были получены личинки с содержанием липидов 23,19 ± 0,70 % от содержания СВ. Для сравнения, у личинок, питавшихся растворимым сахаром, среднее содержание липидов составляло более 30% (табл. 1). Однако испытуемые СН в такой же степени увеличили свою жирность.
Как и ожидалось, испытуемые КГ в разной степени влияли на профиль ЖК личинок (рис. 4). Содержание НЖК было высоким во всех рационах и достигало более 60%. MAL и SUC разбалансировали профиль ЖК, что привело к увеличению содержания НЖК. В случае МАЛ, с одной стороны, этот дисбаланс приводил преимущественно к снижению содержания мононенасыщенных жирных кислот (МНЖК) (F6,21 = 7,47; р < 0,001; рис. 4). С другой стороны, для SUC снижение было более равномерным между МНЖК и ПНЖК. LAC и MAL оказывали противоположное влияние на спектр ЖК (SFA: F6,21 = 8,74; p < 0,001; MUFA: F6,21 = 7,47; p < 0,001; PUFA: χ2 = 19,60; Df = 6; p < 0,001; Рисунок 4). Более низкая доля НЖК в личинках, питающихся LAC, по-видимому, увеличивает содержание МНЖК. В частности, уровни MUFA были выше у личинок, получавших LAC, по сравнению с другими растворимыми сахарами, за исключением GAL (F6,21 = 7,47; p <0,001; рисунок 4).
Использование различных моносахаридов (фруктозы (FRU), галактозы (GAL), глюкозы (GLU)), дисахаридов (лактозы (LAC), мальтозы (MAL), сахарозы (SUC)) и целлюлозы (CEL) в качестве контроля, квадратичная диаграмма жирных кислот. композицию скармливали личинкам черной львинки. Результаты выражены в процентах от общего количества FAME. Варианты лечения, отмеченные разными буквами, существенно различаются (p < 0,001). а) доля насыщенных жирных кислот; (б) Мононенасыщенные жирные кислоты; (в) Полиненасыщенные жирные кислоты.
Среди идентифицированных жирных кислот во всех наблюдаемых спектрах доминировала лауриновая кислота (С12:0) (более 40%). Другими присутствующими НЖК были пальмитиновая кислота (C16:0) (менее 10%), стеариновая кислота (C18:0) (менее 2,5%) и каприновая кислота (C10:0) (менее 1,5%). МНЖК в основном были представлены олеиновой кислотой (C18:1n9) (менее 9,5%), тогда как ПНЖК в основном состояли из линолевой кислоты (C18:2n6) (менее 13,0%) (см. дополнительную таблицу S1). Кроме того, не удалось идентифицировать небольшую долю соединений, особенно в спектрах личинок CEL, где неидентифицированное соединение номер 9 (UND9) составляло в среднем 2,46 ± 0,52% (см. дополнительную таблицу S1). Анализ GC×GC-FID показал, что это может быть 20-углеродная жирная кислота с пятью или шестью двойными связями (см. дополнительный рисунок S5).
Анализ PERMANOVA выявил три отдельные группы на основе профилей жирных кислот (F6,21 = 7,79, p <0,001; рисунок 5). Анализ главных компонент (PCA) спектра TBC иллюстрирует это и объясняется двумя компонентами (рис. 5). Основные компоненты объясняют 57,9% дисперсии и включают в порядке значимости лауриновую кислоту (C12:0), олеиновую кислоту (C18:1n9), пальмитиновую кислоту (C16:0), стеариновую кислоту (C18:0) и линоленовая кислота (C18:3n3) (см. рисунок S4). Второй компонент объяснил 26,3% дисперсии и включал в порядке важности декановую кислоту (C10:0) и линолевую кислоту (C18:2n6 цис) (см. дополнительный рисунок S4). Профили рационов, содержащих простые сахара (FRU, GAL и GLU), показали схожие характеристики. Напротив, дисахариды давали разные профили: MAL и SUC, с одной стороны, и LAC, с другой. В частности, MAL был единственным сахаром, который изменил профиль FA по сравнению с CEL. Кроме того, профиль MAL существенно отличался от профилей FRU и GLU. В частности, профиль MAL показал самую высокую долю C12:0 (54,59 ± 2,17%), что делает его сопоставимым с CEL (43,10 ± 5,01%), LAC (43,35 ± 1,31%), FRU (48,90 ± 1,97%) и Профили GLU (48,38 ± 2,17%) (см. дополнительную таблицу S1). Спектр MAL также показал самое низкое содержание C18:1n9 (9,52 ± 0,50%), что еще больше отличало его от спектров LAC (12,86 ± 0,52%) и CEL (12,40 ± 1,31%). Аналогичная тенденция наблюдалась и для C16:0. Во втором компоненте спектр LAC показал самое высокое содержание C18:2n6 (17,22 ± 0,46%), а MAL — самое низкое (12,58 ± 0,67%). C18:2n6 также отличал LAC от контроля (CEL), который показал более низкие уровни (13,41 ± 2,48%) (см. дополнительную таблицу S1).
График PCA профиля жирных кислот личинок черной львинки с различными моносахаридами (фруктозой, галактозой, глюкозой), дисахаридами (лактозой, мальтозой, сахарозой) и целлюлозой в качестве контроля.
Для изучения питательного воздействия растворимых сахаров на личинок H. illucens целлюлозу (CEL) в корме для кур заменили на глюкозу (GLU), фруктозу (FRU), галактозу (GAL), мальтозу (MAL), сахарозу (SUC) и лактоза (ЛАК). Однако моносахариды и дисахариды по-разному влияли на развитие, выживаемость и состав личинок HF. Например, GLU, FRU и их дисахаридные формы (MAL и SUC) оказывали положительное поддерживающее воздействие на рост личинок, позволяя им достигать более высокой конечной массы тела, чем CEL. В отличие от неперевариваемых CEL, GLU, FRU и SUC могут обходить кишечный барьер и служить важными источниками питательных веществ в составленных диетах16,28. В MAL отсутствуют специфические переносчики животных, и считается, что он гидролизуется до двух молекул глюкозы перед ассимиляцией15. Эти молекулы хранятся в организме насекомых в качестве прямого источника энергии или в виде липидов18. Во-первых, что касается последнего, некоторые из наблюдаемых внутримодальных различий могут быть обусловлены небольшими различиями в соотношении полов. Действительно, у H. illucens размножение может быть полностью спонтанным: взрослые самки от природы обладают достаточным резервом яйцекладки и тяжелее самцов29. Однако накопление липидов в BSFL коррелирует с потреблением растворимого CH2 с пищей, как ранее наблюдалось для GLU и ксилозы26,30. Например, Ли и др.30 заметили, что при добавлении 8% GLU к рациону личинок содержание липидов в личинках BSF увеличивалось на 7,78% по сравнению с контролем. Наши результаты согласуются с этими наблюдениями, показывая, что содержание жира у личинок, получавших растворимый сахар, было выше, чем у личинок, получавших диету CEL, по сравнению с увеличением на 8,57% при добавлении GLU. Удивительно, но аналогичные результаты наблюдались у личинок, получавших GAL и LAC, несмотря на неблагоприятное воздействие на рост личинок, конечную массу тела и выживаемость. Личинки, которых кормили LAC, были значительно меньше тех, которых кормили диетой CEL, но их содержание жира было сопоставимо с личинками, которых кормили другими растворимыми сахарами. Эти результаты подчеркивают антипитательное воздействие лактозы на BSFL. Во-первых, в рационе содержится большое количество СН. Системы всасывания и гидролиза моносахаридов и дисахаридов соответственно могут достигать насыщения, вызывая узкие места в процессе ассимиляции. Что касается гидролиза, то он осуществляется α- и β-глюкозидазами 31 . Эти ферменты имеют предпочтительные субстраты в зависимости от их размера и химических связей (α или β связей) между составляющими их моносахаридами 15 . Гидролиз LAC до GLU и GAL осуществляется с помощью β-галактозидазы, фермента, активность которого была продемонстрирована в кишечнике BSF 32 . Однако его экспрессия может быть недостаточной по сравнению с количеством LAC, потребляемым личинками. Напротив, α-глюкозидаза мальтаза и сахараза 15, которые, как известно, в изобилии экспрессируются у насекомых, способны расщеплять большие количества MAL и сахарозы SUC, тем самым ограничивая этот эффект насыщения. Во-вторых, антипитательные эффекты могут быть связаны со снижением стимуляции активности кишечной амилазы насекомых и замедлением пищевого поведения по сравнению с другими методами лечения. Действительно, растворимые сахара были идентифицированы как стимуляторы активности ферментов, важных для пищеварения насекомых, таких как амилаза, и как триггеры пищевой реакции33,34,35. Степень стимуляции варьируется в зависимости от молекулярной структуры сахара. Фактически, дисахариды перед всасыванием требуют гидролиза и имеют тенденцию стимулировать амилазу в большей степени, чем составляющие их моносахариды34. Напротив, LAC оказывает более мягкий эффект и, как было обнаружено, не способен поддерживать рост насекомых у различных видов33,35. Например, у вредителя Spodoptera exigua (Boddie 1850) гидролитическая активность LAC не была обнаружена в экстрактах ферментов средней кишки гусениц36.
Что касается спектра ЖК, наши результаты указывают на значительные модулирующие эффекты тестируемого CH. Примечательно, что, хотя лауриновая кислота (C12:0) составляла менее 1% от общего количества ЖК в рационе, она доминировала во всех профилях (см. дополнительную таблицу S1). Это согласуется с предыдущими данными о том, что лауриновая кислота синтезируется из пищевого CH у H. illucens посредством пути, включающего ацетил-КоА-карбоксилазу и FA-синтазу19,27,37. Наши результаты подтверждают, что CEL в значительной степени не переваривается и действует как «наполнитель» в диетах, контролирующих BSF, как обсуждалось в нескольких исследованиях BSFL38,39,40. Замена CEL моносахаридами и дисахаридами, отличными от LAC, увеличивала соотношение C12:0, что указывает на увеличение поглощения CH личинками. Интересно, что дисахариды MAL и SUC способствуют синтезу лауриновой кислоты более эффективно, чем входящие в их состав моносахариды, что позволяет предположить, что, несмотря на более высокую степень полимеризации GLU и FRU, а также поскольку дрозофила является единственным переносчиком сахарозы, который был идентифицирован в животных видах белков, переносчики дисахаридов может отсутствовать в кишечнике личинок H. illucens15, утилизация GLU и FRU увеличивается. Однако, хотя GLU и FRU теоретически легче метаболизируются BSF, они также легче метаболизируются субстратами и кишечными микроорганизмами, что может привести к их более быстрой деградации и снижению утилизации личинками по сравнению с дисахаридами.
На первый взгляд, содержание липидов у личинок, получавших LAC и MAL, было сопоставимым, что указывает на одинаковую биодоступность этих сахаров. Однако, что удивительно, профиль FA LAC был богаче SFA, особенно с более низким содержанием C12:0, по сравнению с MAL. Одна из гипотез, объясняющих эту разницу, заключается в том, что LAC может стимулировать биоаккумуляцию пищевых ЖК посредством ацетил-КоА-синтазы ЖК. Подтверждая эту гипотезу, личинки LAC имели самое низкое соотношение деканоата (C10:0) (0,77 ± 0,13%), чем диета CEL (1,27 ± 0,16%), что указывает на снижение активности FA-синтазы и тиоэстеразы19. Во-вторых, пищевые жирные кислоты считаются основным фактором, влияющим на состав НЖК H. illucens27. В наших экспериментах на линолевую кислоту (С18:2n6) приходилось 54,81% пищевых жирных кислот, при этом ее доля в личинках LAC составляла 17,22 ± 0,46%, а в MAL - 12,58 ± 0,67%. Олеиновая кислота (цис + транс C18:1n9) (23,22% в рационе) продемонстрировала аналогичную тенденцию. Соотношение α-линоленовой кислоты (C18:3n3) также подтверждает гипотезу биоаккумуляции. Известно, что эта жирная кислота накапливается в BSFL при обогащении субстрата, например добавлении льняного жмыха, до 6-9% от общего количества жирных кислот в личинках19. В обогащенных диетах C18:3n3 может составлять до 35% общего количества пищевых жирных кислот. Однако в нашем исследовании C18:3n3 составлял только 2,51% профиля жирных кислот. Хотя доля, обнаруженная в природе, была ниже у наших личинок, эта доля была выше у личинок LAC (0,87 ± 0,02%), чем у MAL (0,49 ± 0,04%) (p <0,001; см. дополнительную таблицу S1). Диета CEL имела промежуточную долю 0,72 ± 0,18%. Наконец, соотношение пальмитиновой кислоты (C16:0) у личинок CF отражает вклад синтетических путей и пищевых FA19. Хок и др. 19 заметили, что синтез C16:0 снижается, когда рацион обогащается льняной мукой, что объясняется уменьшением доступности субстрата ацетил-КоА из-за уменьшения соотношения CH. Удивительно, но хотя обе диеты имели одинаковое содержание CH и MAL демонстрировали более высокую биодоступность, личинки MAL показали самое низкое соотношение C16:0 (10,46 ± 0,77%), тогда как LAC показал более высокую долю, составляя 12,85 ± 0,27% (p < 0,05; см. Дополнительная таблица S1). Эти результаты подчеркивают комплексное влияние питательных веществ на пищеварение и метаболизм BSFL. В настоящее время исследования по этой теме у чешуекрылых более тщательны, чем у двукрылых. У гусениц LAC был идентифицирован как слабый стимулятор пищевого поведения по сравнению с другими растворимыми сахарами, такими как SUC и FRU34,35. В частности, у Spodopteralittoralis (Boisduval 1833) потребление MAL стимулировало амилолитическую активность в кишечнике в большей степени, чем LAC34. Подобные эффекты при BSFL могут объяснить усиленную стимуляцию синтетического пути C12:0 у личинок MAL, что связано с увеличением абсорбируемого в кишечнике CH, длительным кормлением и действием кишечной амилазы. Меньшая стимуляция ритма питания в присутствии LAC также может объяснить более медленный рост личинок LAC. Более того, Лю Янься и др. 27 отметили, что срок хранения липидов в субстратах H. illucens был больше, чем у CH. Следовательно, личинки LAC могут больше полагаться на пищевые липиды для завершения своего развития, что может увеличить их конечное содержание липидов и модулировать профиль жирных кислот.
Насколько нам известно, лишь несколько исследований проверяли влияние добавления моносахаридов и дисахаридов в рационы BSF на их профили жирных кислот. Во-первых, Ли и др. 30 оценивали эффекты GLU и ксилозы и наблюдали уровни липидов, аналогичные нашим, при 8% добавлении. Профиль ЖК не был детализирован и состоял в основном из НЖК, но не было обнаружено различий между двумя сахарами или при их одновременном применении30. Более того, Кон и др. 41 не выявило влияния добавления 20% GLU, SUC, FRU и GAL в корм для кур на соответствующие профили FA. Эти спектры были получены из технических, а не биологических повторов, что, как поясняют авторы, может ограничивать статистический анализ. Кроме того, отсутствие контроля изо-сахара (с использованием CEL) ограничивает интерпретацию результатов. Недавно два исследования Nugroho RA et al. продемонстрировали аномалии в спектрах ФА42,43. В первом исследовании Nugroho RA et al. 43 протестировали эффект добавления FRU в ферментированную пальмоядровую муку. Профиль ЖК полученных личинок показал аномально высокие уровни ПНЖК, более 90% из которых были получены из рациона, содержащего 10% ФРУ (аналогично нашему исследованию). Хотя этот рацион содержал рыбные гранулы, богатые ПНЖК, зарегистрированные значения профиля ЖК личинок на контрольном рационе, состоящем из 100% ферментированных ПКМ, не соответствовали ни одному ранее сообщенному профилю, в частности аномальному уровню C18:3n3 17,77. ± 1,67% и 26,08 ± 0,20% для конъюгированной линолевой кислоты (C18:2n6t), редкого изомера. линолевой кислоты. Второе исследование показало аналогичные результаты, включая FRU, GLU, MAL и SUC42 в ферментированной пальмоядровой муке. Эти исследования, как и наши, подчеркивают серьезные трудности при сравнении результатов испытаний диеты личинок BSF, таких как выбор контроля, взаимодействие с другими источниками питательных веществ и методы анализа ЖК.
В ходе экспериментов мы наблюдали, что цвет и запах субстрата менялись в зависимости от используемого рациона. Это позволяет предположить, что микроорганизмы могут играть роль в результатах, наблюдаемых в субстрате и пищеварительной системе личинок. Фактически, моносахариды и дисахариды легко метаболизируются колонизирующими микроорганизмами. Быстрое потребление растворимых сахаров микроорганизмами может привести к высвобождению больших количеств продуктов микробного метаболизма, таких как этанол, молочная кислота, короткоцепочечные жирные кислоты (например, уксусная кислота, пропионовая кислота, масляная кислота) и углекислый газ44. Некоторые из этих соединений могут быть ответственны за летальное токсическое воздействие на личинок, также наблюдаемое Коном и др.41 в аналогичных условиях развития. Например, этанол вреден для насекомых45. Большие количества выбросов углекислого газа могут привести к его накоплению на дне резервуара, что может лишить атмосферу кислорода, если циркуляция воздуха не позволяет его высвободить. Что касается SCFAs, их воздействие на насекомых, особенно H. illucens, остается плохо изученным, хотя было показано, что молочная кислота, пропионовая кислота и масляная кислота смертельны для Callosobruchus maculatus (Fabricius 1775)46. У Drosophila melanogaster Meigen 1830 эти SCFAs являются обонятельными маркерами, которые направляют самок к местам откладки яиц, что указывает на их полезную роль в развитии личинок47. Однако уксусная кислота классифицируется как опасное вещество и может существенно подавлять развитие личинок47. Напротив, недавно было обнаружено, что лактат, полученный микробным путем, оказывает защитное действие против инвазивных кишечных микробов у дрозофилы48. Кроме того, микроорганизмы пищеварительной системы также играют роль в переваривании CH у насекомых49. Физиологические эффекты SCFAs на микробиоту кишечника, такие как скорость питания и экспрессия генов, были описаны у позвоночных 50 . Они также могут оказывать трофическое действие на личинок H. illucens и частично способствовать регуляции профилей ЖК. Исследования питательного воздействия этих продуктов микробной ферментации прояснят их влияние на питание H. illucens и создадут основу для будущих исследований полезных или вредных микроорганизмов с точки зрения их развития и ценности субстратов, богатых жирными кислотами. В связи с этим все активнее изучается роль микроорганизмов в процессах пищеварения массово выращиваемых насекомых. Насекомых начинают рассматривать как биореакторы, обеспечивающие условия pH и оксигенации, способствующие развитию микроорганизмов, специализирующихся на деградации или детоксикации питательных веществ, которые насекомым трудно переваривать 51 . Недавно Сян и др.52 продемонстрировали, что, например, инокуляция органических отходов бактериальной смесью позволяет CF привлекать бактерии, специализирующиеся на деградации лигноцеллюлозы, улучшая ее деградацию в субстрате по сравнению с субстратами без личинок.
Наконец, что касается полезного использования органических отходов H. illucens, диеты CEL и SUC давали наибольшее количество личинок в день. Это означает, что, несмотря на меньшую конечную массу отдельных особей, общая масса личинок, полученная на субстрате, состоящем из неперевариваемого СН, сравнима с таковой, полученной на гомосахаридной диете, содержащей моносахариды и дисахариды. В нашем исследовании важно отметить, что уровни других питательных веществ достаточны для поддержания роста популяции личинок и что добавление CEL должно быть ограничено. Однако окончательный состав личинок различается, что подчеркивает важность выбора правильной стратегии повышения ценности насекомых. Личинки CEL, получающие цельный корм, более подходят для использования в качестве корма для животных из-за более низкого содержания жира и более низкого уровня лауриновой кислоты, тогда как личинки, получающие рационы SUC или MAL, требуют обезжиривания путем прессования, чтобы увеличить ценность масла, особенно в биотопливе. сектор. LAC содержится в побочных продуктах молочной промышленности, таких как сыворотка от производства сыра. Недавно его использование (3,5% лактозы) улучшило конечную массу тела личинок53. Однако контрольная диета в этом исследовании содержала половину содержания липидов. Следовательно, антипитательным эффектам LAC может противодействовать личиночное биоаккумуляция пищевых липидов.
Как показали предыдущие исследования, свойства моносахаридов и дисахаридов существенно влияют на рост БСФЛ и модулируют его профиль ЖК. В частности, LAC, по-видимому, играет антипитательную роль во время развития личинок, ограничивая доступность CH для всасывания пищевых липидов, тем самым способствуя биоаккумуляции UFA. В этом контексте было бы интересно провести биоанализы с использованием диет, сочетающих ПНЖК и ЛАК. Кроме того, роль микроорганизмов, особенно роль микробных метаболитов (таких как КЦЖК), полученных в результате процессов ферментации сахара, остается темой исследований, заслуживающей изучения.
Насекомые были получены из колонии BSF Лаборатории функциональной и эволюционной энтомологии, созданной в 2017 году в Agro-Bio Tech, Жемблу, Бельгия (подробнее о методах выращивания см. Hoc et al. 19). Для экспериментальных испытаний 2,0 г яиц BSF случайным образом ежедневно собирали из клеток для выращивания и инкубировали в 2,0 кг 70% влажного корма для кур (Aveve, Левен, Бельгия). Через пять дней после вылупления личинок отделяли от субстрата и подсчитывали вручную в экспериментальных целях. Измеряли первоначальный вес каждой партии. Средний индивидуальный вес составлял 7,125 ± 0,41 мг, а среднее значение для каждого лечения показано в дополнительной таблице S2.
Формулировка диеты была адаптирована на основе исследования Barragan-Fonseca et al. 38 . Вкратце, был найден компромисс между одинаковым качеством корма для личинок цыплят, сходным содержанием сухого вещества (СВ), высоким содержанием CH (10% в пересчете на свежий рацион) и текстурой, поскольку простые сахара и дисахариды не обладают текстурными свойствами. Согласно информации производителя (Chicken Feed, AVEVE, Левен, Бельгия), тестируемый CH (т.е. растворимый сахар) добавляли отдельно в виде автоклавированного водного раствора (15,9%) к рациону, состоящему из 16,0% белка, 5,0% общих липидов, 11,9% молотый корм для кур, состоящий из золы и 4,8% клетчатки. В каждой банке емкостью 750 мл (17,20×11,50×6,00 см, AVA, Tempsee, Бельгия) 101,9 г автоклавированного раствора CH смешивали с 37,8 г куриного корма. Для каждого рациона содержание сухого вещества составляло 37,0%, в том числе гомогенного белка (11,7%), гомогенных липидов (3,7%) и гомогенных сахаров (26,9% добавленного СН). Тестируемыми CH были глюкоза (GLU), фруктоза (FRU), галактоза (GAL), мальтоза (MAL), сахароза (SUC) и лактоза (LAC). Контрольная диета состояла из целлюлозы (CEL), которая считается неперевариваемой для личинок H. illucens 38 . Сто 5-дневных личинок помещали в лоток с крышкой с отверстием диаметром 1 см посередине и накрывали пластиковой москитной сеткой. Каждую диету повторяли четыре раза.
Массу личинок измеряли через три дня после начала эксперимента. Для каждого измерения 20 личинок извлекали из субстрата с помощью стерильной теплой воды и пинцета, сушили и взвешивали (STX223, Ohaus Scout, Парсиппани, США). После взвешивания личинки возвращали в центр субстрата. Измерения проводились регулярно три раза в неделю до появления первой предкуколки. На этом этапе соберите, подсчитайте и взвесьте все личинки, как описано ранее. Отдельные личинки стадии 6 (т. е. белые личинки, соответствующие личиночной стадии, предшествующей предкуколочной стадии) и предкуколки (т. е. последняя личиночная стадия, во время которой личинки BSF чернеют, перестают питаться и ищут среду, подходящую для метаморфоза) и хранят при - 18°C для анализа состава. Выход рассчитывали как отношение общей массы насекомых (личинок и предкуколок 6-й стадии), полученных с чашки (г), ко времени развития (д). Все средние значения в тексте выражаются как: среднее ± SD.
Все последующие этапы с использованием растворителей (гексан (Hex), хлороформ (CHCl3), метанол (MeOH)) выполнялись под вытяжным шкафом и требовали использования нитриловых перчаток, фартуков и защитных очков.
Белые личинки сушили в сублимационной сушилке FreeZone6 (Labconco Corp., Канзас-Сити, Миссури, США) в течение 72 ч, а затем измельчали (IKA A10, Штауфен, Германия). Общие липиды экстрагировали из ±1 г порошка с использованием метода Фолча 54. Остаточное содержание влаги в каждом лиофилизированном образце определяли в двух экземплярах с использованием анализатора влажности (МА 150, Sartorius, Геттигген, Германия) для поправки на общее количество липидов.
Общие липиды подвергали переэтерификации в кислых условиях с получением метиловых эфиров жирных кислот. Вкратце, приблизительно 10 мг липидов/100 мкл раствора CHCl3 (100 мкл) выпаривали с азотом в пробирке Pyrex© объемом 8 мл (SciLabware – DWK Life Sciences, Лондон, Великобритания). Пробирку помещали в Hex (0,5 мл) (PESTINORM®SUPRATRACE n-Hexane > 95% для анализа органических следов, VWR Chemicals, Раднор, Пенсильвания, США) и раствор Hex/MeOH/BF3 (20/25/55) (0,5 мл). мл) на водяной бане при температуре 70°С в течение 90 мин. После охлаждения добавляли 10% водный раствор H2SO4 (0,2 мл) и насыщенный раствор NaCl (0,5 мл). Перемешайте пробирку и заполните смесью чистый Hex (8,0 мл). Часть верхней фазы переносили в флакон и анализировали газовой хроматографией с пламенно-ионизационным детектором (GC-FID). Образцы анализировали с использованием Trace GC Ultra (Thermo Scientific, Уолтем, Массачусетс, США), оснащенного инжектором с разделением/без разделения (240 °C) в режиме разделения (разделенный поток: 10 мл/мин), колонкой Stabilwax®-DA ( 30 м, внутренний диаметр 0,25 мм, 0,25 мкм, Restek Corp., Беллефонте, Пенсильвания, США) и ПИД (250 °C). Температурную программу устанавливали следующим образом: 50°С в течение 1 мин, повышение до 150°С со скоростью 30°С/мин, повышение до 240°С со скоростью 4°С/мин и продолжение при 240°С в течение 5 мин. В качестве бланка использовали Hex, а для идентификации использовали эталонный стандарт, содержащий 37 метиловых эфиров жирных кислот (37-компонентный FAMEmix Supelco, Sigma-Aldrich, Overijse, Бельгия). Идентификация ненасыщенных жирных кислот (НЖК) была подтверждена с помощью комплексной двумерной ГХ (ГХ×ГХ-ПИД), а наличие изомеров было точно определено путем небольшой адаптации метода Феррары и др. 55. Подробности об инструменте можно найти в дополнительной таблице S3, а результаты — на дополнительном рисунке S5.
Данные представлены в формате электронной таблицы Excel (Microsoft Corporation, Редмонд, Вашингтон, США). Статистический анализ проводился с использованием R Studio (версия 2023.12.1+402, Бостон, США) 56 . Данные о весе личинок, времени развития и продуктивности оценивались с использованием линейной модели (LM) (команда «lm», пакет R «stats» 56), поскольку они соответствуют распределению Гаусса. Показатели выживаемости с использованием анализа биномиальной модели оценивались с использованием общей линейной модели (GLM) (команда «glm», пакет R «lme4» 57). Нормальность и гомоскедастичность подтверждали с помощью теста Шапиро (команда «shapiro.test», пакет R «stats» 56 ) и анализа дисперсии данных (команда betadisper, пакет R «vegan» 58 ). После попарного анализа значимых значений p (p <0,05) из теста LM или GLM значимые различия между группами были обнаружены с помощью теста EMM (команда «emmeans», пакет R «emmeans» 59).
Полные спектры FA сравнивались с использованием многомерного дисперсионного анализа перестановок (т.е. permMANOVA; команда «adonis2», пакет R «vegan» 58) с использованием евклидовой матрицы расстояний и 999 перестановок. Это помогает идентифицировать жирные кислоты, на которые влияет природа пищевых углеводов. Достоверные различия в профилях ФА были дополнительно проанализированы с помощью парных сравнений. Затем данные были визуализированы с помощью анализа главных компонентов (PCA) (команда «PCA», пакет R «FactoMineR» 60). ФА, ответственная за эти различия, была выявлена путем интерпретации корреляционных кругов. Эти кандидаты были подтверждены с помощью одностороннего дисперсионного анализа (ANOVA) (команда «aov», пакет R «stats» 56 ) с последующим апостериорным тестом Тьюки (команда TukeyHSD, пакет R «stats» 56 ). Перед анализом нормальность оценивалась с помощью теста Шапиро-Уилка, гомоскедастичность проверялась с помощью теста Бартлетта (команда «bartlett.test», пакет R «stats» 56), а если ни одно из двух допущений не выполнялось, использовался непараметрический метод. . Анализы сравнивались (команда «kruskal.test», пакет R «stats» 56 ), а затем применялись апостериорные тесты Данна (команда dunn.test, пакет R «dunn.test» 56 ).
Окончательный вариант рукописи был проверен с помощью редактора Grammarly Editor в качестве корректора английского языка (Grammarly Inc., Сан-Франциско, Калифорния, США) 61 .
Наборы данных, созданные и проанализированные в ходе текущего исследования, доступны у соответствующего автора по обоснованному запросу.
Ким, С.В. и др. Удовлетворение мирового спроса на кормовой белок: проблемы, возможности и стратегии. Анналы биологических наук о животных 7, 221–243 (2019).
Капаррос Мегидо Р. и др. Обзор состояния и перспектив мирового производства съедобных насекомых. Энтомол. Быт. 44 (2024 г.).
Рехман, К. Ур и др. Черная львинка (Hermetia illucens) как потенциально инновационный и экологически чистый инструмент для управления органическими отходами: краткий обзор. Исследования в области управления отходами 41, 81–97 (2023).
Скала А. и др. Субстрат для выращивания влияет на рост и макронутриентный статус личинок черной львинки, полученных промышленным способом. наук. Отчет 10, 19448 (2020).
Шу, М.К. и др. Антимикробные свойства масляных экстрактов личинок черной львинки, выращенных на панировочных сухарях. Наука о продуктах питания для животных, 64, (2024).
Шмитт Э. и де Врис В. (2020). Потенциальные преимущества использования навоза черной львинки в качестве удобрения почвы для производства продуктов питания и снижения воздействия на окружающую среду. Текущее мнение. Зеленый сустейн. 25, 100335 (2020).
Франко А. и др. Липиды черной львинки — инновационный и устойчивый источник. Устойчивое развитие, Vol. 13, (2021).
Ван Хьюс, А. Насекомые как пища и корм, новая область сельского хозяйства: обзор. J. Корм для насекомых 6, 27–44 (2020).
Качор М., Булак П., Проц-Петриха К., Кириченко-Бабко М., Бегановский А. Различные варианты использования черной львинки в промышленности и сельском хозяйстве – обзор. Биология 12, (2023).
Хок Б., Ноэль Г., Карпентье Дж., Фрэнсис Ф. и Капаррос Мегидо Р. Оптимизация искусственного размножения Hermetia illucens. ПЛОС ОН 14, (2019).
Время публикации: 25 декабря 2024 г.